Umos aus dem Aaper Busch

Hallo Ralf,
ich versuchs mal. Muss aber nicht stimmen.

1 Butter-Rübling (Rhodocollybia butyracea)
2 Falscher Pfifferling (Hygrophopopsis aurantiaca)
3 Rauchblättriger Schwefelkopf (Hypholoma capnoides)

Stimmt, auf deinem Bild kann man viersporige Basidien sehen. Ich finde Basidien irgendwie fast nie, wenn ich danach suche.
Wie hast du das gemacht? Dünner Lamellenschnitt?

Viele Grüße,
Emil

Hallo Ralf !
meine Vorschläge zur Überprüfüng
Pilz 1 : Horngrauer Rübling ( Collybia butyracea var. asema )
Pilz 2 : Falscher Pfifferling (Hygrophoropsis aurantiaca)
Pilz 3: Rauchblättriger Schwefelkopf ( Hypholoma capnoides )
Gruß Harry

Hallo Ralf!

Harrys (Emils) Vorschläge wären genau auch meine.
Natürlich hast du dort die Fruchtschicht! Aber warum schaust du dir das nicht einfach in der Größe an, in der du links unten auf dem letzten Bild die Sporen zeigst?
Bisschen mehr drücken noch, damit sich die Strukturen verflachen.

VG Ingo W

Hallo Ralf,
danke für deine hilfreichen Hinweise zur Mikroskopie.:) Kammschnitt kannte ich eigentlich auch schon, habe ich aber noch nie ausprobiert.

Zitat

den H. capnoides kauf ich auch ohne weiteres. Hätte den aber nicht unbedingt einzeln an Kiefer erwartet.

Ja, einzeln kommt er nur manchmal vor. An Kiefer aber öfter.

Viele Grüße,
Emil

Hallo Ralf!

Zitat

Wahrscheinlich kennen die Profis hier noch bessere Methoden...

Sehe mich zwar nicht als Profi, aber schon als einer mit Mikro.
Also bei Mikro-Präparaten nimmt man immer nur so viel wie wirklich sein muss, um so weniger um so besser.

Wenn ich also Basidien sehen will, verwende ich für mein Präparat nicht anderes als ein winziges Stück der Lamelle. Alles andere ist Quatsch und bringt nur ein Durcheinander, weil viel zu groß und zu komplex, deswegen hinderlich.

Da es oft wichtig ist, wo welche Zystiden vorhanden sind, achte man beim Abschneiden des Lamellen-Präparats auch darauf genauestens.
Cheilo-Zystiden: nur ein Stück der Lamellenschneide abschneiden!

Pleuro-Zystiden: hier eine Lamelle auslösen, (Lamellenschneide wegschneiden!) und einen Querschnitt machen wie es Ralf oben beschrieben hat, aber nur auf die Lamelle bezogen.

Ähm, die Basidien sind da dann sowieso dazwischen. Ein Färbemittelchen ist nie verkehrt, macht die Zellstrukturen deutlicher.

VG Ingo W

Hallo Ralf!

Ich fange mal hinten an:

Das ist nicht mehr so schlimm wie früher, dass man sein 1000-fach-Objektiv nach der Arbeit jedes Mal reinigen muss. Das Immersionsöl verdunstet nicht mehr, lässt es einfach im Tropfen drin auf dem Deckglas, dann passiert nichts.

Ich weiß jetzt nichts über dein Mikroskop, aber normalerweise ist der Abstand des Immersions-Objektives schon so knapp voreingestellt, dass es mit den handelsüblichen Objektträgern + Deckglas vom Abstand her harmoniert.

Also einfach mal Immersionsöl-Tropfen drauf auf das Deckglas und 1000-er einschwenken, dann siehst du ja, ob es schon funktioniert mit dem Abstand.

Frage nach Färbemittel hatte ich neulich schon mal irgendwo beantwortet. Ich stehe da voll auf Kongorot-SDS (nicht Kongorot-NH3!). Das färbt die Zellwände deutlich und ist nicht so schnell tötend für Zellstrukturen und -inhalte wie andere Mittelchen.

Was war ´s noch?

Zitat

Ist es denn dann wichtig, wie ich dieses winzige Stück auf den Objektträger lege? Ich meine, schneidest du (einfach) ein Stück aus der Lamelle und legst es flach auf den Objektträger und quetschst es dann?

Klar. Am besten, das kleine Teilchen hat eine bestimmte Form, damit du unter dem Mikro noch weißt, wo oben und unten ist.

Also stell dir vor, du willst Cheilo-Zystiden, also die Zystiden an der Lamellenschneide (bei Unklarheiten denke an Messerschneide oder an farbige Lamellenschneiden bei Helmlingen) untersuchen. Einfach nur die Schneiden abmachen und mikroskopieren, dann vermischt sich nichts mit den Elementen der Lamellenfläche.

Naja, und bei den Pleurozystiden, also den Zystiden der Lamellenfläche, lässt du eben gerade dieses oben definierte Stück sicherheitshalber nicht mit unter das Mikro.

Wenn du bei deinen bisherigen Versuchen nichts erkannt hast, lag es am zu dicken Präparat.
Man kann sich da durchaus vorquetschen, also immer ein Stückchen mehr.
Am Ende schwimmen die einzelnen Teile solo rum, macht ja nichts, kann man die schön ausmessen.

VG Ingo W

Hallo Ralf und Ingo,
ich nehme Kongorot NH3. Das geht auch gut. Du bekommst es z.B. im Myko-Shop.

Eine Ergänzung noch zu den Cheilozystiden:

Zitat von Ingo W

Einfach nur die Schneiden abmachen...

Mir wurde gesagt, ich soll die Schneide gerade nicht dünn abschneiden, damit die Lamelle auf der Fläche zu liegen kommt. Man legt ein größeres Stück der Lamelle auf den Objektträger. Dann kann man einfach auf der Seite der Lamelle, wo die Schneide ist, die Cheilozytiden sehen und auf der anderen Seite, der Abschnittstelle, die Pleurozystiden. Hier findest du es noch mal besser beschrieben.
Diese Methode hat bei mir hervorragend funktioniert.

Viele Grüße,
Emil

Hallo Emil!

Da hat wohl jeder seine eigenen Rezepte.

Zitat

Mir wurde gesagt, ich soll die Schneide gerade nicht dünn abschneiden, damit die Lamelle auf der Fläche zu liegen kommt.

Wen stört ´s, wie das Teil zu liegen kommt, wenn ich sowieso nur noch Zystiden bzw. die Schneide übrig habe. Diese Elemente von der restlichen Struktur, also den darunterliegenden Tramazellen zu unterscheiden müsste gut machbar sein und Basidien habe ich in den meisten Fällen so oder so.

Mache ich das, wie dir das empfohlen wurde, laufe ich Gefahr die Elemente der Schneide mit denen der Fläche zu vermischen, denn das wird wahrscheinlich wenigstens teilweise passieren beim Quetschen. Und Quetschen muss ich, da die Lamelle an sich in den meisten Fällen viel zu dick ist um Elemente zu beurteilen.

Aber wie gesagt, das kann man ja leicht ausprobieren, womit man am besten zurechtkommt.
Die empfohlene Variante geht auch, aber hier sollte man sich nach und nach vorquetschen, also genau beobachten wo was hingehört, bevor es durcheinander kommt.

Ich habe neulich, allerdings bei Bechern, neben verschiedenen Färbemittelchen auch Kongorot-NH3 ausprobiert: macht schnell tot und färbt m.E. nicht so gut an wie Kongorot-SDS. Im Myko-Shop gibt ´s beide Kongorot-Varianten.

VG Ingo W

Hallo Ralf!

Zitat

Interessant: Bei Wikipedia steht: Sporen lanzettlich; da war ich etwas irritiert.... darunter stell ich mir was anderes vor

Da hast du natürlich vollkommen recht. Das ist Blödsinn und was für Toffel zum Rausschmeißen.
Der Beschreiber hat, denke ich, nicht viel mit Pilzen zu tun.

Einen Rüblings-Hut mit "kissenförmig" zu beschreiben und die Lamellen als gekerbt zu bezeichnen, ist schon ein Stück entfernt von der gängigen Pilzbeschreibungs-Realität.

Wunderbares Bild gleich wieder hier zu finden:
http://www.123pilze.de/DreamHC…d/KastanienbraunerRu4.jpg
Die Lamellenschneiden sind maximal ungleichmäßig wellig, aber nicht "fein gekerbt".

So Ralf, jetzt zu deinen Sporenbildern:
Ist doch wunderschön geworden beim Schwefelkopf. Kannst zur Not etwas mit der Blende am Mikro spielen.
Warum sind jetzt die Rüblings-Sporen so schlecht geworden?
Müssten doch fast genauso groß sein, oder?
Übrigens, nicht alles, was so in einem Präparat rumschwimmt, gehört zum Pilz.

VG Ingo W

Hallo Ralf,

ich will mal der Reihe nach auf deine Fragen eingehen, soweit ich es selber weiß.;)

Zitat

Gut, da ich mir (aus Unwissenheit = *schäm*) beim Gminder im Sommer beides geholt habe, kann ich ja demnächst mal die Probe im Vergleich machen.

Ja mach das mal. Das würde mich interessieren.

Zitat

1) Mikroskopiert man dann nur im Färbemittel oder wie gewohnt erst Wasser und dann als Zugabe ins Wasser das Färbemittel? Wie lange dauert es dann ungefähr, bis die Farbe aufgenommen wird?

2) Kann man Kongorot "universal" einsetzen, um bei den Pilzen die Zystiden (wenn vorhanden) sichtbarer zu machen? Wenn nicht:

3) Welche Literatur kannst du mir empfehlen, um herauszufinden, welches Färbemittel ich bei den verschiedenen Gattungen einsetzen kann? Manchmal gibt es ja Hinweise auf Färbemittel z.B. bei den PdS. Aber nicht immer.

Ich mache mische immer das Färbemittel mit Wasser. Also relativ wenig Färbemittel, viel Wasser. Dann mache ich das Deckgläschen drauf und sauge die Flüssigkeit an der Seite mit einem Küchentuch durch. Dazu einfach das Tuch an den Rand des Deckgläschens halten, es saugt dann das Färbemittel raus. Das Vogehen ist nötig, damit nicht das ganze Bild farbig ist, sondern nur die Zellen, die man sehen will.

Kongorot kann man für alle Zellen bei Basidomyceten verwenden, es ist also universal einsetzbar. Sporen z.B. kann man aber nicht damit färben.
Dazu sind bei Basidomyceten Baumwollblau und Melzers Reagenz da. Mit ihnen kann man Sporenoberflächen (z.B. warzig, glatt) färben und besser sichtbar machen. Aber nur bei bestimmten Arten lassen sich die Sporen anfärben, andere bleiben ungefärbt. Das ist dann auch ein Bestimmungsmerkmal.
Wenn die Sporen mit Melzers Reagenz blau werden, heißt das "amyloid", wenn sie (wein)rot werden, heißt das "dextrinoid", wenn sich die Sporen gar nicht mit Melzers Reagenz anfärben lassen, heißt das "inamyloid".
Bei Baumwollblau heißt das "cyanophil" (Sporen blau anfärbbar) oder "nicht cyanophil".
Diese Anfärbbarkeit steht eigentlich in jedem besseren Pilzbuch.
Kongorot dagegen hilft nur, die Zellstrukturen besser zu erkennen.

So, ich hoffe, das war jetzt nicht zu lang und kompliziert.:)

Deine Sporenbilder sind doch schon ganz gut! Die Unschärfe hat jetzt nichts mehr mit fehlerhafter Vorgehensweise zu tun. Das ist normal bei derartigen Vergrößerungen.

Zitat

Ob das jetzt C. butyracea var. asema oder var. butyracea ist kann ich nicht entscheiden. Da fehlt mir noch reichlich Erfahrung. Sporenmaße passen ja zu beiden.

C. butyracea und C. asema werden ja höchstens noch als Formen voneinander getrennt. C. butyracea f. asema ist die mehr graubraune, f. bautyracea die mehr rötlich kastanienbraune Form.
Diese Formen unterscheiden sich nur in ihrer Hutfarbe.

Zitat

Sporenpulver war übrigens nicht weiß sondern mehr so rosa-lachsfarben.

Die Gattung Collybia wird ja jetzt in die Blasssporrüblinge (Gymnopus), die Zwergrüblinge (Collybia) und die Rosasporrüblinge (Rhodocollybia) eingeteilt. Der Butterrübling gehört zur Gattung Rhodocollybia und hat deshalb auch rosa Sporenpulver.

Ich hoffe, ich konnte dir helfen.

Viele Grüße,
Emil

Hallo Ralf!

Zitat

Aha, in dem Fall wäre der auf dem Foto dann wohl eher diese rötliche Form...

Nein, du hast asema, also den Horngrauen.
Der richtig "Butterige" ist seltener und hat Farben wie rotbraune Kastanien.

Bei den Sporen vom Horngrauen reden wir immer noch aneinander vorbei.
Meine Frage war:
Nachdem die Schwefelkopf-Sporen sehr gut dargestellt sind im Beitrag 13 / Bild 2a,
warum haben wir kein Sporenbild in der gleichen Vergrößerung für Rhodocollybia asema (Horngrauer RÜbling)?

Lass dein 100-er Objektiv im Öl, da passiert nichts, das Öl verdunstet kaum

VG Ingo W

Hallo Ralf!

Zitat

Dann liegts wohl an der Fotoaufnahme selbst. Man sieht ja, dass der Schlüsselloch-Effekt bei Rüblings-Bild größer ist als beim capnoides. Mikroskopisch beides auf 1000x vergrößert.

Verstehe ich nicht. Warum soll sich die "Schlüssellochgröße" ändern, wenn du unter gleichen Umständen durch das Okular fotografierst? Dem Mikroskop und dem Fotoapparat ist es doch egal, was da für Sporen drunter liegen.

Entweder Mikrobild 1 zeigt eine andere Vergrößerung als 2a oder dir ist was anderes durcheinandergekommen (eingestellte Maximal-Pixelanzahl vom Fotoapparat, beim Auschneiden, unabsichtliches Verkleinern, Zoom, anderes Okular etc.)

VG Ingo W

Hallo Ralf!

Zitat

Womöglich wird das Ergebnis auch besser sobald ich ein vernünftiges Makro-Objektiv für die Kamera habe. Das muss ich mir ohnehin noch kaufen.

Na gut, ist erst mal teuer und hat wahrscheinlich jetzt mit den Mikroskop-Aufnahmen weniger zu tun.

Dein Sporenbild 2a ist schon gut, also sehr viel besser wirst du das nicht machen können. Dorthin musst du wieder kommen, dann passt das schon.
Und klar, relativ hyaline Sporen wie z.B. vom Butterrübling, lassen sich halt noch eine Spur schlechter abbilden (deswegen ja der Vorschlag mit Anfärben), und wenn die dann nur so 6x2 sind, da bist du an der Grenze eines "normalen" mittelmäßigen Mikroskops bezüglich der guten Sichtbarkeit der Strukturen.

VG Ingo W