Mikroskopieren für Anfänger

Zitat von Beorn

Hallo.

Das sind schon mal sehr gelungene Basidienbilder.
Ich stimme Jürgen zu: Ruhig maal das 100er aktivieren und ab ins Dimensionsöl Immersionsöl (die Quatschausdrücke sparen wir besser mal noch), das ist schon noch mal ein anderes Gucken damit. Vor allem die warzigen Stäublingssporen sehen damit noch mal ein ganzes Stück aufregender aus.

LG, Pablo.

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Danke Pablo!
Aber nicht so viel loben, sonst bilde ich mir noch ein, dass ich es wirklich kapiert hätte ;). Blöd nur, dass ich meine Opfer schon wieder kompostiert habe. Also muss das Dimensionsöl noch warten, bis ich wieder was Passendes gefunden habe. Aber alte Stäublinge stehen ja das ganze Jahr herum. Auf meinem heutigen Weg habe ich nur noch Pilzpampe und ein paar Baumpilze gesehen. Auf die Empfehlung, mich an Hellingen zu versuchen, habe ich mit einem Winterhelmling herumexperimentiert. Der hat aber gar nichts mehr über sich verraten. Wahrscheinlich war er zu weich und die Schnitte waren zu dick. Es hat nicht gelohnt, Fotos zu machen. Der Körnchenschirmling war ganz frisch und hat auch die besten Bilder gebracht.

Zitat von Dieter  S.

Liebe Claudia,

zunächst möchte ich Dir zu Deinem Mikroskop gratulieren. Das Primostar ist ein solides Mikroskop und Deine mikrofotografischen Aufnahmen sind gut gelungen. Solltest Du an einen Ausbau denken, empfehle ich Dir vor dem Phasenkontrast, das Arbeiten mit Schieflichtbeleuchtung. Schieflicht läst sich konstengünstig realisieren. Hierfür müsstest Du eine ausgeschnittene Halbmondblende in Deinen Filterhalter einlegen. Den Schieflichtkontrast kannst Du durch Verschieben der Blende im Strahlengang variieren. Möglich ist Schieflicht bis zu einer Maßstabszahl von 40x. Suche doch einfach einmal nach Mikroskop/Schieflichtbeleuchtung.

Nun zu Deinen Schnittproblemen. Eine ideale Methode um Dünnschnitte von Pilzen anzufertigen, ist die Gefriermikrotomie. Für den mikroskopischen Einsteiger ist diese Methode aber unerschwinglich. Es gibt aber für den Hobbyisten eine einfache Alternative. Ein großes Problem für den Pilzmikroskopiker ist das Fixieren des Pilzmateriales vor dem Schnitt und die meist weiche Konsistenz des Pilzmateriales.
Um dieses Umstände zu umgehen besteht die Möglichkeit, dass Pilzmaterial auf einem ausreichend dimensionierten Aluminiumblock (rund, Durchmesser 60 bis 80 mm, Höhe des Zylinders 80 mm, Kauf z.B. bei ebay) einzufrieren. Hierzu wird der Aluminiumblock bei -18 Grad Celcius in ein Eisfach oder eine Gefriertruhe gelegt. Der Block kann zur Isolation und zum nachträglichen Halten der niedrigen Temperatur in einen Styroporring/-becher eingestellt werden. Der Aluminiumblock sollte mit zwei dicken O-Ringen bestückt werden, so dass er im runtergekühlten Zustand aus der Gefriereinrichtung entnommen werden kann. Nach einer Entnahme kann das Pilzmaterial (Dicke 0,5 bis 4 mm) auf dem vorgekühlten Aluminiumblock eingefroren und mit einer Einwegklinge (z.B. Leica 818) bearbeitet werden. Hierbei kann direkt mit Wasser oder mit Hilfe eines Gefrierschutzmediums "aufgeklebt" bzw. eingefroren werden. Die Schnitte können mit einem zimmerwarmen Objektträger abgenommen (Springen meistens über) und weiterverarbeitet werden.

Ich wünsche Dir einen guten Start in die Mikroskopie!

Dieter

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Hallo Dieter,
danke für die Hinweise. Mit dem Gedanken an an Phasenkontrast habe ich mich ehrlich gesagt noch nicht beschäftigt. Aber das Schieflicht werde ich bestimmt einmal ausprobieren.
Die Sache mit dem gefrorenen Aluminiumblock klingt ganz schön aufwendig und kompliziert. Bevor ich für die Feinschnitte zu Deiner Aluminiumblockmethode greife, werde ich auf die gerade ergoogelte Methode des Einklemmens in das Mark eines Holunderstengels greifen. Zur Technik gibt es einen netten kleinen YouTube-Film

. Ich habe aber gelesen, dass man das zu schneidende Objekt besser in das weiche Mark eines Holunderstenges klemmen soll, nachdem man den längs eingeschnitten hat, als in eine Stxroporhalterung, weil da die Klingen nicht so schnell stumpf werden. Mal sehen, ob ich damit klarkomme.

Aber ich wollte gerade eine Anfrage hier zur Mikroskopie mit dem 100er Objektiv stellen. Wie mache ich das mit dem Immersionsöl und der Fokussierung? Wenn ich es richtig verstanden habe, soll man das Öl direkt direkt zwischen Präparat der Linse geben. Wenn ich jetzt aber das Deckglas weglasse, finde ich doch das Präparat bei dieser Vergrößerung niemals wieder. Das wäre, wie die Stecknadel im Heuhaufen zu suchen. Wenn ich es vorher mit einer geringeren Auflösung scharf stelle, schwimmt ohne Fixierung weg. Oder ?
Wenn man es eine Weile nicht benutzt, soll man es mit Augenwatte und Wundbenzin säubern, ansonsten reicht abwischen, richtig?

Zitat von ipari

Hallo Claudia,

100er Ölimmersion kannst du mit Deckglas benutzen. Ich stelle so scharf, dass ich das Präparat mit dem 40er einstelle, dann Öltropfen auf das Deckglas und auf das 100er gehen. Du musst dann nur noch minimal nachjustieren. Beim 100er ist wichtig, dasss dein Präparat schön dünn ist und dass du wenig Wasser unter dem Deckglas hast. Du weist sicher schon, dass du beim Mikroskopieren immer eine Hand am Feintrieb hast und ein bisschen hin- und herdrehst?

Es gibt auch Anwendungen, wo man das Deckglas weglässt (Blutzell-Ausstriche z.B.), ich weiß nicht, ob es auch in der Pilzmikroskopie Beispiele gibt. Und ich weiß nicht, ob alle Objektive das vertragen.
LG Irmtraud

Edit: ach ja, Putzen: Ich nehme den Ölrest immer mit einem weichen Tuch vom Objektiv, nur tupfend. Und ich schwenke das 100er nach der anderen Seite aus, so dass das 40er nicht ins Öl kommt.

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Hallo Irmtraud,

ah ja. Also ganz normal ein dünnes! Ein Präparat basteln und das Immersionsöl auf das Deckglas. So kann ich mir das viel besser vorstellen, danke
Ja, das hat sich mir schon erschlossen. Dass es sinnvoll ist, beide Hände zu nutzen, habe ich auch schon festgestellt. Wenn man mit Links die Schärfe einstellt, kann man mit Rechts den Objekttisch verstellen. Blöd ist nur, dass ich als Rechtspatsch immer wieder vergesse, dass ich eine linke Hand besitze, mit deren Seite auch scharf stellen kann. Dann werde ich mich die Tage mal an das 100er wagen. Ich bin gespannt.

Zitat von ipari

Aber gut zu wissen, dass das Öl auch dranbleiben kann, ich habe immer etwas Angst, das Objektiv zu zerkratzen.

Hallo Irmtraud, beim Literatur wälzen bin ich auf die Empfehlung gestoßen, zum Reinigen der Objektive ausschließlich Augenwatte zu verwenden. Daraus soll man sich unter Verwendung von Holzstäben (Schaschlik-Spießen oder Ähnlichem) kleine Wattestäbchen basteln. Mit denen soll die Reinigung ganz gut funktionieren, ohne etwas zu zerkratzen.

Zitat von Wolfgang  P.

Hallo an alle,

die gewöhnlichen 100x sind für Öl gerechnet und nicht für Wasser, sowas gibt's nur für spezielle medizinische Zwecke. Der Brechungsindex von Öl (1,518) ist verschieden von Wasser (1,333), daher nimmt der Lichtstrahl dann einen anderen Weg.

Ich würde aber auch so nie das Deckglas weglassen, um keinen Siff an meine Linse zu bekommen. Ich lasse das Öl auch drauf, das darf man bei den (inzwischen üblichen) synthetischen Ölen. Früher (und bei eBay) wurden bzw. werden auch mal Billig-Öle verkauft, die entweder verharzen (z.B. Zedernöl), oder den Linsenkitt auflösen (z.B. Anisol). Die darf man natürlich nicht drauflassen, oder am besten gar nicht erst an die Linse dranlassen.

Hier im Thread wird meist von Quetschpräparaten gesprochen. Richtiger ist eigentlich "Zupfpräparat", denn man sollte sein Präparat schon mit 2 Nadeln zu Brei zerzupfen, bevor das Deckglas drauf kommt. Dabei werden die Zellen weniger zerstört als beim reinen Drücken von oben, was oft nur noch Matsch übrig lässt.

Das 100x ist übrigens sogar weniger anfällig gegenüber zu dicken Präparaten als das 40x, weil sich der Brechungsindex zwischen Öl und Wasser weniger unterscheidet als der zwischen Luft und Wasser.

Viel Spaß beim Eintauchen in die Mikro-Welt!

Ein gutes Präparat für diese Jahreszeit und für Lust auf mehr sind auch die Moosbecherlinge, die man zur Zeit an fast jeder alten Mauer finden kann (orange Pünktchen in den Moospolstern).

Grüße,

Wolfgang

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Hallo Wolfgang, vielen Dank für Deine Hinweise und den Tipp mit den Becherchen (die sind mir noch nie aufgefallen). Das macht Lust auf neue Versuche mit der Technik. Vielleicht wird das Ergebnis so ja besser.
[hr]

Zitat von Dieter  S.

Liebe Claudia,

ja, Du kannst natürlich gerne versuchen zwischen Holundermark oder Styropor (Letzteres führt rasch zu einer stumpfen Schneide) zu schneiden. Diese Methodik ist aber eigentlich für pflanzliches Material gedacht. Bei den meisten Pilzen fehlt die innere Festigkeit, um sie nach "Klemmung" schneiden zu können. Hier ist das Anfrieren ideal.

Vielleicht kannst Du später einmal berichten, wie Du mit dem Schneiden zurecht gekommen bist.

Vielen Dank und Grüße!

Dieter

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Oh, daran habe ich nicht gedacht, Dieter.
Ich probiere es trotzdem - muss nur erst nach einem "Stein"Pilz Ausschau halten, den ich einklemmen kann==Gnolm3. Dann vielleicht doch die Aluminiumzylindermethode. Es ist doch vertrackt. Zuerst war da nur das Mikroskop. Dann brauchte es eine eigene Fritzbox, um die Kameradaten auf das iPhone zu übertragen, dann eine Transportbox um die Pilze getrennt voneinander sammeln zu können um Fremdsporen zu minimieren und jetzt einen Aluzylinder zum Einfrieren. Ich wollte das doch alles gemütlich an meinem Wohnzimmertisch machen und jetzt sieht es hier aus wie in einer mexikanischen Würfelbude: Kabelsalat, Kleinzeugs, Kisten, Kästchen, Pilze und ich frage mich bange, was da noch so alles kommt. Was für ein Glück, dass mein Mann Urheber des Chaos ist. Da kann er nicht meckern.

Hallo Stefan,
stimmt, das wäre einfacher. Aber ich bin doch eine Öko-Tante und Alu-Folie ohne Not verwenden geht bei mir nicht. Ich hab mir eine Box für Kleinteile im Baumarkt mit unterschiedlichen Fächern besorgt. Das habe ich mir bei dem Pilzkurs von Andreas Minder abgeguckt. Die passt perfekt in meine Umhängetasche, wiegt nicht viel und die Aufteilung ist perfekt zum Sammeln von Bestimmunspilzen..
[hr]

Zitat von Norbert.S

Hallo Claudia,

Ich bin ja nur Anfänger-Mikroskopierer und kann die Beiträge meiner Vorredner nur bewundern.
Ich gehe folgendermaßen vor :
1) ein Pilzstück zum Aussporen auf Glasplatte (wenn kleiner Pilz , auf Objektträger ) unter befeuchteter Abdeckung (Plastikdöschen)
2) Stück Lamellenschneide unters Mikro , nur soweit quetschen wie nötig , an der Schneide nach Cheilozystiden suchen.
3) Stück Lamelle , vorher Schneide mit Rasierklinge entfernt , quetschen.

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Hallo Norbert,
im Moment will ich vor allem erfahren, wie das Mikroskop funktioniert und habe nur Pilze mikroskopiert, die ich ohnehin kenne. Aber wenn ich das verstanden habe, und ernsthaft Pilze bestimmen will, werde ich Deinem Vorschlag folgen. Das klingt sehr vernünftig. Ich schau auch mal, wie das mit dem Zerzupfen des Präparats funktioniert. Insgesamt habe ich hier jetzt schon wirklich viele nützliche Tipps bekommen, mehr als Google mir bei meiner Suche verraten wollte .

Hallo zusammen,
heute habe ich das 100er Objektiv eingeweiht. Ich hatte ja viele gute Tipps von euch und dann habe ich im BLV-Handbuch von Gerhard gute Erklärungen und eine perfekte Abbildung vom Aufbau eines Präparates mit Immersionsöl gefunden.

Ich hatte nach einem Schlauchpilz gesucht und tatsächlich ein paar Gallertbecher gefunden. Unter der Rinde war noch ein kleiner Pilz, der nicht ganz so schlabberig war. Ich vermute, dass es der Fleischfarbene Gallertbecher ist.
Ich habe tatsächlich meinen ersten Ascus entdeckt, es gab sogar sehr viele zu sehen. Dass die Sporen nicht immer hintereinander angeordnet waren, sondern diagonal versetzt, hat mich verwundert. Velleicht ist es ja doch der Großspurige Gallertbecher. Mir fehlt einfach die Fähigkeit, die Merkmale richtig zu erkennen.

Hier sind meine Tatfotos:

Hallo Jungs,
Ihr seid ja fix. Und Ihr rückt mein Weltbild wieder gerade . Ich war schon recht enttäuscht, dass weder der Großspurige / Großsporige noch der Fleischfarbene Gallertbecher solche Sporen hatte wie mein Fund. Da fragt sich frau, wozu sie ein Mikroskop hat, wenn die Sporen gar nicht so aussehen, wie sie sollen. Nun habe ich einen Gemeinen Buchenkreisling. Das hat richtig Spaß gemacht. danke, dass Ihr mich vom Holzweg weggeführt habt.
Die Namen auf den Bildern muss ich nun leider wieder entfernen, Mist
[hr]

Zitat von Wolfgang  P.

Hallo Claudia,

na, um bei dem Präparat jetzt Dein 100x mal an die Grenze zu bringen, zieh' doch ein Tropfen Jod-Reagens unter (verdünntes Melzers geht auch, wenn Du kein Lugol hast), und guck' Dir die Ascus-Spitzen genau an.

Aber dafür musst Du die Blende am Kondensor weiter aufmachen als bei den letzten Bildern, denn alles was Du an Tiefenschärfe und Kontrast bei geschlossener Blende gewinnst, verlierst Du an Auflösung...

Gruß,

Wolfgang

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Hallo Wolfgang,

Danke für den Tipp, geht aber leider nicht, hab nur Spinatsaft und Rote Beete zum Färben - Aber ich habe mir ein paar Chemikalien bestellt. Ich befürchte allerdings, wenn die da sind, ist der Pilzrest vergammelt

Und jetzt dank Jan-Arne, Pablo und Ralf die überarbeitete Fassung:

[font="Arial Black"]Neobulgaria pura[/font]
Gemeiner Buchenkreisling, Blassrötlicher Gallertbecher, Buchen-Gallerkreisling
(Syn. Ombrophila pura, Neobulgaria pura var. pura)

[font="Arial Black"]ungenießbar[/font]

[font="Arial Black"]Fruchtkörper:[/font] bis 2,5 cm Ø, zunächst transparent, dann fleischrosa bis lila-rosa, galatinös, Oberfläche flach.

[font="Arial Black"]Sporen:[/font] weiß 6,5- 9,7 µ // 3-4,8 µ

[font="Arial Black"]Vorkommen: [/font] Herbst-Spätherbst an Laubholz, abgestorbene Äste und Stämme, insbesondere Buche

[font="Arial Black"]Gattung:[/font] Kreislinge, Gallertpilze, Zitterlinge, gallertartige Pilze, Drüslingsähnliche.

[font="Arial Black"]Verwechslung: Backenzahnkreisling, Dünnstieliger Helmkreisling, Weißlicher Zitterzahn, Kristallzitterzahn, Weißlicher Drüsling, Fleischfarbener Gallertbecher, Großsporiger Gallertbecher

Zitat von Rada

Whow, das ist ja fast schon ein professionelles Portrait. Respekt !!!!

Hallo Ralf, danke, danke, aber nicht so doll loben, sonst laufe ich hochnäsig durch den Wald und finde nix mehr. Ich hab heute Mittag gleich noch drei Fotos gemacht und mit eingefügt. Jetzt ist das Pilzlein ganz gut zu erkennen - sogar von mir :D.

Ich war unterwegs, um eine Exidia zu suchen. Die gab es massenhaft im Frühjahr und in anderen Regionen scheint es die nach den Foristen-Berichten auch zu geben. Nur bei mir gerade nicht. So muss ich mir heute komplizierte Lamellenpilze angucken.
[hr]

Zitat von Tricholomopsis

Servus Claudia,

Respekt! Schöne Doku und schöne Fotos. Und man sieht auch in Wasser sehr viel. Dass du noch keine Reagenzien hast, ist daher nicht weiter tragisch. Ich würde Reagenzien auch nur gezielt einsetzen, also dann, wenn ich ein besonderes Mekrmal detektieren will - wie z.B. die hier von Wolfgang gemeinte Blaufärbung des Apikalapparats der Asci. Viele pritscheln m.M.n. zu viel mit Färbereagenzien herum. Lebendig in Wasser ist mit das wichtigste - und sekundär kommen dann Zusatzmerkmale (finde ich)

LG
Christoph

Danke Ralf, ja, Du hattest mir ja prophezeit, dass auch im Wasser eine ganze Menge zu sehen wäre. Es ist wirklich so. Ich habe gelesen, dass manche Reagenzien das Zellgewebe regelrecht kaputt machen - vielleicht hast sogar Du mich darauf aufmerksam gemacht. Also, schon weil ich weder eine Freundin von großem Haus- noch von Mikroskopputz bin, werde ich nur dann etwas einfärben, wenn ich einen entsprechenden Tipp bekomme oder vielleicht in 20 Jahren selbst verstanden habe, wann es sinnvoll ist.