Anfänger-Pilzzucht die Zweite

Hallo liebe Forengemeinde,

nachdem ich letztes Jahr meine ersten Austernseitlinge kultivieren konnte (siehe Anfänger-Winterpilzzucht), habe ich mich weiter in das Thema Pilzzucht/-anbau eingelesen und trotz fehlender Updates hier im Forum auf weitere Experimente vorbereitet =)

Dieses Jahr war was die Natur angeht ein ziemliches Extrem, aber trotzdem konnte ich sowohl meine gewünschten Schopftintlinge, als auch ein paar Pioppino-Kollektionen finden

Nun habe ich von meinen erstmals gefundenen Schopftintlingen einen „Sporenabdruck“ gewinnen können, als auch Klone von den auf der Schwarzwald-Exkursion gefundenen Schopfis erstellen. Zudem kamen noch regionale Erstfunde des südlichen Ackerlings (Pioppino) auf, von denen ich ebenfalls Klone erstellen und Sporenabdrücke gewinnen konnte.

Nun möchte ich euch einen neuen Thread eröffnen (bzw. habe ich ja schon xD), in dem ich meine zweite Reihe Zuchtversuche dokumentieren möchte.

Zu Beginn erst einmal die selbst angefertigten Petrischalen…

Die Agar-Mischung wurde nach folgendem Rezept zubereitet:

- 1000 mL Wasser, destilliert

- 25 g Agar-Agar

- 30 g Malzextrakt (65 % Kohlenhydrate)

- 2 g Trockenhefe

Pro Petrischale wurden ca. 10-12 mL des Mediums benötigt, ich hatte 12 Petrischalen und habe 150 mL angesetzt. Die Mischung wurde in einem 250 mL-Glas mit aufgesetztem Plastikdeckel in der Mikrowelle zum Sieden erhitzt und nachfolgend unter jeweiligem Umschwenken (Lederhandschuhe!) mehrmals für einige Sekunden in der Mikrowelle zum Kochen gebracht, bis der Agar sich vollkommen aufgelöst hatte.

Das Medium wurde im Anschluss noch heiß in die Petrischalen gegossen (wieder Lederhandschuhe!), der Deckel aufgelegt und abkühlen gelassen. Durch das Abkühlen verfestigt sich das Agar-Medium und man kann die Petris ohne Probleme handhaben. Die Schalen habe ich danach in einen mit Kabelbinder am einen Ende verschlossenen Bratschlauch gepackt (2x6 Stück übereinander), selbigen eng am anderen Ende ebenfalls mit einem weiteren Kabelbinder verschlossen und 15 min im Schnellkochtopf (ca. 119 °C) sterilisiert. Nachdem der Druck wieder abgesunken war, wurde das Päckchen noch heiß vorsichtig (Lederhandschuhe!) entnommen und auf einer horizontalen Fläche auskühlen gelassen. Die erstarrten und sterilisierten Petris wurden nachfolgend einige Tage bei Raumtemperatur gelagert, um das entstandene Kondenswasser innerhalb der Petrischalen wieder in das Agar-Medium einziehen zu lassen.

Nun zum Sporenabdruck meines Schopftintlings:

Generell gewinnt man Sporenabdrücke ja, indem man den (vom Stiel entfernten) Hut eines Fruchtkörpers mit der sporenbildenden Schicht nach unten auf ein Blatt Papier o.ä. legt. Für den Schopftintling habe ich, da er sich in Tinte autolysiert, einen jungen Fruchtkörper mit einer Rouladennadel oben durchstochen habe und in dann in einen mit Alufolie ausgekleideten Becher gehängt habe und ihn mit einem losen Stück aufgelgter Alufolie vor Fremdkontaminationen durch Staub geschützt habe. Nach einigen Stunden begann der Fruchtkörper sich zu zersetzen und die Tinte sich auf der Alufolie zu sammeln. Nachdem ungefähr der halbe Schopftintling zerflossen war, habe ich ihn entfernt und die überschüssige Flüssigkeit mit einem Küchenpapier, das an den Rand der Sporensuspension gehalten wurde, aufgesaugt. Den Rest Flüssigkeit habe ich dann verdunsten lassen, indem ich das Folienstück, auf dem sich der zurückgebliebene Sporenmatsch befand wieder mit Alufolie lose abgedeckt einige Zeit habe liegen lassen. Der getrocknete Print wurde dann zusammengefaltet und erst einmal zur Lagerung in einem Druckbeutel verstaut.

Beim Pioppino war das Ganze natürlich einfacher, hier habe ich den Hut (nah am Lamellenansatz abgeschnittener Stiel) mit den Lamellen nach unten auf Alufolie gelegt und auch diesen lose mit weiterer Folie abgedeckt. Über Nacht wurden ausreichend sichtbare Spuren an Sporenpulver abgeworfen (werde hierzu evtl. noch einen Guide verfassen =) ) und der Print wieder lose abgedeckt trocknen gelassen und gefaltet in einem Druckbeutel gelagert.

Gleichzeitig habe ich von einem weiteren, dickstämmigen Exemplar den Stiel abgeschnitten und in einer Glovebox jeweils ein kleines Stückchen Fruchtfleisch mit einer Pinzette aus dem Inneren auf eine der vorbereiteten Petrischalen gegeben. Diese wurden dann mit auf ca. 5 cm zurechtgeschnittener Frischhaltefolie (Cutter) 5-6x dicht umwickelt.

Da ich die Sporen vom Schopftintling hatte, habe ich mit einem mit 70% Ethanol desinfizierten Spatel ein wenig Sporenmasse (in der Glovebox) von der Alufolie abgekratzt und auf weiteren Petrischalen verteilt (immer wieder vor jeder Sporenentnahme desinfiziert!). Auch diese 7 Petris wurden mit Frischhaltefolie versiegelt, Nummer 8 ist mir aus der Hand gerutscht und zersprungen.

Zudem hatte ich noch eine Petrischale mit Austernseitling (vom Januar), von welchem ich ebenfalls jeweils ein bisschen Mycel auf zwei weitere Petrischalen verteilt hatte, mit dem Rest des Agars wurde ein kleiner Beutel sterilisierter Strohpellets beimft, aus welchem ich dann auch einen Print zur Konservierung anlegen möchte, wie auch ein paar neue Dübel für einen Kirschholzstamm, den ich kürzlich bekommen habe, als auch ein Ansatz mit Buchenchips zu weiteren Vermehrung.

Da es sich leider etwas schwierig gestaltet, in der Glovebox zu arbeiten und gleichzeitig Bilder zu machen, habe ich das an dieser Stelle erst einmal nicht getan, werde aber wohl noch einen detaillierten und dann auch bebilderten Guide für meine Arbeitsweise in der Glovebox erstellen =)

Die ganzen Behältnisse durften dann einige Zeit im Keller bei ca. 20 °C vor sich hinkolonisieren und -keimen.

Klone des Pioppino

Überimpftes Mycel des Austernseitlings auf Agar

Überimpftes Mycel des Austernseitlings auf Substraten

Schopftintlingssporen frisch gekeimt

Da meine Petrischalen nun belegt waren, habe ich versucht, das Agar mal in Einmachgläsern anzusetzen, gleiches Rezept wie oben, vier davon wurden dann je mit einem Fruchtfleischstückchen aus dem Stiel der Schopftintlinge aus dem Schwarzwald beimpft:

Klone des Schopftintlings

Da sich das sterile Gießen von Petrischalen in einer Glovebox für mich als unpraktikabel herausgestellt hat (der hermetisch verschlossene Innenraum muss vollständig in einen Flüssigkeitsnebel gehüllt werden und dieser braucht Zeit, um sich zu setzen und in der Zwischenzeit ist der Agar schon wieder fast ausgehärtet), bin ich auf Gießen und anschließend sterilisieren umgestiegen. Hier allerdings müssen die Petrischalen ausreichend lange nach der Sterilisation zwischengelagert werden, damit das Kondenswasser wieder resorbiert werden kann.

Der Vorteil der Gläser, habe ich festgestellt, ist die geringere Neigung zur Kondenswasserbildung und die Gläschen können auch nicht überkochen, wie es mir bei den Petrischalen nun schon zwei Mal passiert ist. Nachteil ist allerdings, das die Agarfläche deutlich kleiner ist und Kontaminationen durch die Glasdicke und -form schwieriger zu erkennen sind. Zudem ist das Entnehmen von Mycel aufwändiger, aber dennoch werde ich wohl in Zukunft erst einmal bei Gläschen bleiben, werde mir allerdings andere zulegen, die nicht so hoch und etwas größer im Durchmesser sind.

Nun zurück zu den Mycelien…

Da der eine Pioppino-Klon seine Petrischale schon fast vollständig besiedelt hatte, wurde es Zeit sie zu Vermehren.

Jeweils ein Pellet, das ich mit Hilfe meiner selbstentworfenen Stanze aus dem Agar herausgestochen habe, wurde auf neue Agargläschen gegeben, eines auf sterilisierte Buchenchips und vier weitere auf sterilisierte Substrate (bestehend aus Buchenchips, Buchenbriketts und Weizenkleie):

Die Glove-Box

Die Stanze =)

Auch die Schopftintlingssporen hatten schon ordentlich Mycel gebildet. Eine der Kulturen hat bis heute gar nicht gekeimt (angesetzt wurde am 16.10.), eine weitere war mit schwarzem Schimmel kontaminiert (siehe oben), bei dieser hat das Mycel sein Wachstum mittlerweile vollkommen eingestellt. In einer Petrischale hatten sich Bakterien breit gemacht, was den Schopftintling allerdings nicht sehr interessierte, das Mycel ist einfach über die Bakterienkolonien hinweggewachsen, ich konnte an den entsprechenden Stellen allerdings ein verdichtetes Mycel beobachten.

Die Kultur mit dem zügigsten Wachstum wurde dann überimpft; auf drei sterilisierte Substrate (bestehend aus losem Stroh, Strohpellets und Kompost), einmal Buchenchips (schauen ob‘s was wird) und wieder Agargläschen.

Schopftintling überimpft auf Substrat-Agar

Für dieses Agar habe ich mal den „Substratzusatz“ ausprobiert, da dieser die „Eingewöhnungszeit“, die der Pilz zum Anpassen an die neuen Nährstoffverhältnisse des Substrats gegenüber des Agars benötigt, reduzieren soll. Zudem soll so eine Spezialisierung des Pilzes auf den Malzaufschluss verhindert werden, da die Möglichkeit besteht, dass bei häufigerem Überimpfen auf weitere Petris der Pilz die Fähigkeit verliert andere Nährstoffe aufzuschließen.

Hierzu wurde dem Agar jeweils eine kleine Menge des zukünftigen Substrats (3-5 g pro Liter Agar) zugegeben.

Auf Bilder von den Substratgläsern müsst ihr leider noch ein wenig warten, da die Ränder mit Substrat behaftet sind und das Myzelwachstum im Moment noch nicht zu fotografieren ist, mit dem Auge kann ich aber Wachstum erkennen =)

… to be continued

So meine Lieben, ein kleines Update, da man mittlerweile auch in den Substratgläsern deutlich Mycel sehen kann =)

Einmal der Pioppino

Und der Schopfi

Beim Schopftintling bin ich mal gespannt, ob ich es schaffe, dass er fruktifiziert, da es hier anscheinend doch zu größeren Problemen kommt (was ich bisher so in Zuchtforen lesen konnte) *trial and error*

Und dann hatte ich die ersten Fruchtkörper des Austernseitling-Pappelstamms, den ich Anfang des Jahres mit der selbst hergestellten Dübelbrut beimpft hatte, leider waren sie schon zu alt und von Maden genüsslich ausgehölt worden. Ich habe den Stamm mal abgeerntet und warte nun auf eine zweite Welle =)

Zudem beschäftige ich mich aktuell mit der Herstellung von Flüssigmycel, d.h. man lässt das Mycel in einer Nährlösung (i.d.R. Zuckerwasser) wachsen. Der Vorteil von FlüMy ist die Handhabung, da man einfach immer wieder mit einer sterilen Spritze etwas Mycel mit Flüssigkeit aufsaugen kann und dieses dann zum Beimpfen von Substrat verwendet. Mit FlüMy beimpfte Substrate werden anscheinend deutlich schneller kolonisiert und man benötigt nur geringe Mengen davon.

Der große Nachteil allerdings ist, dass man in der Flüssigkeit das gewünschte Pilzmycel nicht von evtl. Kontaminationen unterscheiden kann, aber dazu irgendwann dann mal mehr

Bis dahin dann erstmal wieder,

to be continued...

Hey Hassi,

cool, das noch andere Züchter hier unterwegs sind =)

Ja, mit Agar inokulieren funktioniert zwar (habe ich ja bei meinen Kulturen auch gemacht), aber ich bin kein Freund von dem ganzen Platikmüll, weshalb ich mich für die Kultivierung in den Einmachgläsern entschlossen habe. Hierbei ist allerdings das Problem, dass ich entweder in das Substrat einen "Tunnel" machen müsste, damit die Körnerbrut auch unten im Glas ankommt... oder ich warte eben, bis das Ganze von oben her durchkolonisiert ist, was aber doch schon eine Weile dauert - und Schütteln ist mit dem Substrat im Einmachglas nicht xD.

Deshalb die bald folgenden Versuche mit FlüMy, hier kann ich dann (später) mit Glasspritzen und Edelstahlkanülen arbeiten und muss nur gelegentlich die Deckel für die Gläser austauschen, kann tief im Substrat anfangen, das Mycel zu injezieren und so hoffentlich die Durchwachszeiten verkürzen

Und da ich dann nicht mit Roggen arbeite, habe ich auch nicht mehr Arbeit, sondern kann Anstelle der Körnerbrut einfach mein FlüMy verwenden

Grüße,
mykoma

Hey Hassi,

nein, ich klone bzw. keime schon auf Agar, da mir bewusst ist, wie kontaminiert so ein Fruchtkörper/Sporenabwurf sein kann, allerdings möchte ich dann das aufgereinigte Mycel verwenden, um meine Flüssigkulturen (analog der Körnerbrut) anzusetzen und damit dann meine Substrate beimpfen.

Wie genau das dann ablaufen wird, dokumentiere ich dann wieder hier =)

Mit den FlüMys will ich auch noch ein bisschen rumexperimentieren, welche Zusätze gut für das Wachstum sind.

Ich habe vor, von einer Glucoselösung auszugehen und diese mit Nährstoffen anzureichern, Näheres dazu dann bald - die Tage werde ich mal die ersten LCs (liquid cultures) mit Schopftintling und Pioppino ansetzen. Parallel dazu habe ich noch ein paar Prints (welche verrate ich noch nicht :P), die ich keimen lassen möchte.

Einen Brutschrank werde ich mir noch zusammenbasteln, da die Kellertemperatur von 16 °C momentan einfach zu niedrig ist. Ich habe schon einen alten Kühlschrank organisiert bekommen, bei dem der Kompressor ausgebaut wurde (Sperrmüll). Das Kühlsystem wird dann mittels Aquarienpumpe und einer Heizung betrieben (sobald ich eine neue Pumpe habe), um die angenehmen ca. 25 °C für das Mycelwachstum aufrecht zu erhalten

Deine Styroporbox als Inkubator ist eine gute Idee, allerdings wäre mir das Raumangebot etwas zu gering, da ich auch vorhabe, meine Substrate zum Durchwachsen darin zu lagern und da erschien mir ein alter Kühlschrank optimal

Grüße,

mykoma

Ach wir Pilzler haben doch alle irgendwie einen Schaden

Aber cooles Bild - ich hoffe die Kräuterseitlinge sind schon etwas gewachsen?

Nun BTT; ich habe die Zeit genutzt, während meine Kulturen noch am Durchwachsen waren und bringe euch mal up to date

Zuerst muss ich sagen, dass mein Vorhaben, den alten Kühlschrank per Aquarienpumpe und Wärmebad zu beheizen jämmerlich fehlgeschlagen ist, da die Kühlmittelleitungen nicht aus Edelstahl oder Aluminium sind, sondern aus einfachem Stahl - kurzum, nach wenigen Tagen hatte ich Rostbrühe im Heizbad, die mich eine Aquarienpumpe gekostet hat. Hassis Variante mit der Aquarienheizung direkt im Brutschrank hat mich dann mal ausprobieren lassen... und siehe da - mein Brutschrank:

Anfangs hatte ich die Heizung einfach nur mittig in den Inkubator gehängt, was allerdings nicht zum gewünschten Erfolg führte: die aufsteigende warme Luft hat den Thermostat in der Aquarienheizung direkt aufgewärmt und somit das Erreichen der gewünschten Temperatur verhindert.

Das Problem habe ich gelöst, indem ich den Heizstab kurzerhand in Schräglage, mit dem Thermostat nach unten, im Gemüsefach-Bereich positioniert und ein bisschen mehrlagige Alufolie für die Wärmeabfuhr untergelegt habe, damit mir das Holzbrett, das für die Schräglage sorgt, nicht wegbrutzelt =).

Hierfür ein großes Dankeschön Hassi für die pragmatische Idee - seither habe ich konstant 26 °C im Inkubator

Da ich meinen bald fruchtungsreifen Kulturen bessere Bedingungen bieten wollte, als den Austernseitlingen vom letzten Jahr (zu lange Stämme --> zu hohe CO2-Konzentration und auch recht kleine FK), habe ich mich für ein Upcycling meines ehemaligen, selbstgebastelten Laborabzugs entschieden. Die Holzkonstruktion hatte ich also schon...

An der Oberseite war schon ein Loch für ein DN110 Rohr, seitlich waren drei Steckdosenlöcher und unten war schon gefliest und mit Silikon verfugt. Also habe ich die 1,40 m Höhe in vier Abschnitte zu 35 cm unterteilt und Dachlattenstücke angeschraubt, um Schienen für spätere Böden zu haben.

Vorne wurde eine Flügeltür installiert, mit 4 Sichtfenstern, die mal Schiebetüren waren.

Die Fruchtungskammer wurde dann komplett mit Silikon ausgespachtelt (3 Tage enormer Essiggeruch <X), um die Pressspanplatten gegen die zukünftig herrschende hohe Luftfeuchtigkeit zu wappnen.

Für die Beleuchtung habe ich mir so einen 5m-LED-Streifen aus'm Baumarkt besorgt und diesen durch einen klaren 12/16mm-PVC-Schlauch gepfriemelt. Die drei Steckdosenlöcher habe ich mit DN50 HT-Winkel ausgestattet, um durch eins davon den LED-Schlauch (im Moment noch mangels Bauteil mit gestopfter Watte abgedichtet) feuchtigkeitsdicht einzuschleusen.

Die Deckel der anderen beiden Winkel wurden durchlöchert, ein 8/11mm-PVC-Schlauch durchgefädelt und mit Hilfe eines Eimers und Styropor ein noch vorhandener 150mm-Rohreinschublüfter angebaut, der sich in einem DN160 KG-Rohr befindet, welches ansaugseitig mit Gartenvlies gegen Staub und andere Grobpartikel geschützt wird. Die Abluft wird direkt ans Kellerfenstergitter geleitet (über einen Spiralschlauch für Trockner).

Zur Erhöhung der Luftfeuchtigkeit habe ich einen Ultraschallvernebler in ein Einmachglas verfrachtet, eine Aquarienluftpumpe (400 L/h) per 6/9er-PVC-Schlauch, den 8/11mm-PVC-Schlauch aus der Fruchtingskammer und ein weiteres Stück 8/11er Schlauch in den Deckel eingefasst und abgedichtet (Silikon/Heißkleber - Bedarf noch der Optimierung, aber funktioniert im Moment zur Parametereinstellung). Das zusätzliche Stück 8/11er-Schlauch wurde als Wasserbrücke verwendet und reicht in eine Plastikbox.

Die Plastikbox dient dem Aufrechterhalten des Wasserniveaus im "Nebelerzeuger" (habe lange überlegt, wie ich das System halbwegs autark gestalten kann), nun muss nur noch eine auf dem Kopf stehende Flasche als Wasserreservoir angebaut werden ...

Somit muss ich nur noch alle paar Tage Wasser nachfüllen - allerdings muss ich den Aufbau noch etwas hinsichtlich der regelmäßigen Reinigung optimieren.

Im Moment läuft gerade die Testphase, wie ich Lüfter und Nebler zeitlich aufeinander abstimmen muss, für den Anfang habe ich mit einem gelben Sack als "Volumenmesser" am Abluftschlauch grob den Durchfluss bestimmt - der Lüfter läuft nun erstmal 20 min alle 2,5 Stunden, um im Schnitt auf 4 Luftwechsel pro Stunde zu kommen und so die CO2-Konzentration in den Griff zu bekommen.

Ich hatte mich jetzt erst einmal entschieden, ein paar Substrate für den Pioppino auszutesten, bevor ich mich an den Schopftintling mache, also habe ich Ansätze sowohl mit purer Buche, als auch mit ein paar Zusätzen angefertigt, die Rezepte kommen dann bei entsprechendem Fruchtungserfolg dazu.

Zudem habe ich mich jetzt erst einmal entschieden, die Flüssigkulturen hinten anzustellen - zeitlich sind Substratbruten deutlich flexibler und ich habe erst einmal noch einiges auszuloten

Nun denn: die Substratmischungen wurden zu je 350 g in Gurkengläser abgefüllt (auf den Bildern mit Kaffeesatz als Zusatzstoff), mit einem 16mm Reagenzglas ein Kanal für die spätere Brut getrieben und sterilisiert (90 min, ~17 psi).

In die Deckel habe ich 2 Löcher mit 8 mm gebohrt, das eine direkt mit Hochtemperatursilikon versiegelt (Impfport für die spätere Injektion der Flüssigmycelien), in das andere ein ca. 13 mm langes Stück Alurohr eingepasst, in welches Baumwollwatte als Luftfilter gestopft wurde.

Der Impfkanal wird dann heute mit den mit Pioppinomycel besiedelten Buchenchips befüllt und inkubiert.

Zudem habe ich noch ein paar Gläser Substratbrut angesetzt, hierzu habe ich die Buchenholzchips in 2%iger Malzextraktlösung 30 min gekocht, abgesiebt und ebenfalls mitsterilisiert. Die Idee hatte ich von einem Paper, in welchem Lagerkulturen von Pilzen hergestellt wurden, indem Rundholz-Stücke in 2% ME sterilisiert wurden und diese dann von Mycel besiedelt in Reagenzgläsern im Kühlschrank eingelagert wurden. Somit konnte zumindest eine Art (gemeiner Wurzelschwamm) 13 Jahre vital gehalten werden ohne zwischenzeitlich zu überimpfen!

[C. Delatour; A very simple method for long-term storage of fungal cultures;

Eur. J. For. Path. 21 (1991), 444-445; DOI: 10.1111/j.1439-0329.1991.tb00782.x]

Ich hatte schonmal einen Ansatz zu Testzwecken gemacht, nachdem ich gesehen hatte, dass auch comatus Buchenholz besiedeln kann und konnte beobachten, dass die mit ME behandelten Buchenchips bedeutend schneller und dichter besiedelt werden! Für zukünftige Backup-Kulturen werde ich wohl einen ähnlichen Weg wie im Paper wählen und das ganze vielleicht noch mit anderen Holzarten ausprobieren...

Da die schon beimpften Substrate mittlerweile besiedelt waren, habe ich mich dazu entschieden, sowohl den Pioppino, als auch den Schopftintling mit Deckerde zu behandeln und habe mich an Stamets' Rezept gehalten, indem ich 10 Volumenteile Torf mit je einem Teil Gips und Kalk vermengt habe und soviel Wasser hinzugefügt, dass beim Zusammendrücken in der Hand gerade ein paar Tropfen Wasser herauskamen.

Diese wurde ebenfalls 90 min sterilisiert und nach dem Abkühlen ca. 3 cm dick auf die Substrate aufgetragen,

mit Frischhaltefolie abgedeckt (Gummiband zur Fixierung) und diese mit einer Kanüle perforiert.

Die nächsten Tage verbringen sie dann erst einmal noch im Inkubator, bis das Mycel die Oberfläche erreicht hat - dann geht's ab in die Fruchtungskammer.

Ich hatte zwischenzeitlich noch Parasole und Mönchsköpfe gefunden und auch geklont (auf MEYA, geotropa auch auf mit ME behandelten Buchenchips). Der Parasol wächst recht gut,

für den Mönchskopf ist das MEYA nicht so gut geeignet.

Auf dem Buchenholz zeigte sich gar kein Wachstum, deshalb habe ich nochmal weitere Klone vom geotropa auf sterilisiertem Stroh und Kompost angesetzt - das Stroh mag er auch nicht so wirklich,

auf dem Kompost ist wenigstens ein leichtes Mycelwachstum zu erkennen...

Ich gehe daher mal davon aus, dass der Mönchskopf mehr ein Sekundärzersetzer ist und dadurch vorverdautes Substrat benötigt - ich setze nun PDA an (Sud aus 56 g ungeschälten Kartoffeln in 200 mL Wasser, 10 g Glucose und 4 g Agar - auf 250 mL aufgefüllt), in der Hoffnung dass er mit Glucose besser zurechtkommt.

Mein erster Testkandidat für die Fruchtungskammer wird ein Strohblock, welcher mit ostreatus beimpft wurde und mittlerweile durchwachsen ist. Ich hatte das Stroh in Bratschlauch sterilisiert und mit Agar beimpft - im Keller wurde es etwas kälter, das Mycel drückte sich aus der Folie heraus... also habe die Folie mit dem externen Mycel entfernt und den Block auf Alufolie sicherheitshalber nochmal in den Kühlschrank gepackt, um den Kältereiz zu sichern. Ich hoffe, dass ich heute oder morgen die rel. Luftfeuchtigkeit im Griff habe und die Austern zum Fruchten aufstellen kann =)

Bis dahin dann erstmal wieder,

euer mykoma

Hey Wutzi,

das mit der Butter im Kühlschrank ist kein Problem - ich habe einen 25 L Minikühlschrank, der kühlt und läuft zur Einlagerung meiner Kulturen (0-5 °C) und einen nicht mehr funktionstüchtigen Kühlschrank (ca. 140 cm hoch) für meine Pilze, der eben zum vorgestellten Inkubator umfunktioniert wurde...

das Ganze befindet sich alles im Keller - der Lebensmittelkühlschrank in der Wohnung wird nicht bepilzt

... immerhin hast du Recht, die Butter (zum Pilze braten) muss ja auch irgendwohin, erst recht im (Spät)Sommer

Liebe Grüße,
mykoma

Guten Abend ihr Lieben,

ich habe das WE genutzt, um mal wieder ein kleines Update zu verfassen

Die Deckerde wurde zügig besiedelt, der comatus wuchs etwas schneller, aber ich habe mich dazu entschieden, einfach die noch nicht vollständig bewachsenen Pioppinos mit in die Fruchtungskammer zu stellen, da ich diverse Beiträge gelesen hatte, die eine weitere Inkubation nach dem "Casing" von 3-5 Tagen empfehlen.

Nach 5.5 Tagen wurden die Kulturgläser also gestern zu dem schon am Vortag aufgestellten Austernseitlingsblock übersiedelt - Temperatur liegt bei ca. 12 °C, die Luftfeuchtigkeit hält sich im Moment bei ca. 100 % auf (das Hygrometer zeigt zwar nur max. 96 % rH an (auch in absolut dichtem Feuchtigkeitsnebel), aber Justierungsversuche an der Stellschraube auf der Gehäuserückseite erwiesen sich als eher schwierig, von daher setze ich die 96 % einfach mal als Maximum an.

Das Zusammenspiel von Lüfter und Luftbefeuchtung muss noch weiter optimiert werden...

Ich habe jetzt auch mal noch eine leichter zu reinigende Luftbefeuchtungsapparatur zusammengeschustert, indem ich ein 1700 mL Gurkenglas genommen habe, ein DN 75 HT-Rohr mit etwas Backofenhitze eingepasst habe und mit Hilfe von Messing-Fittings und Gartenschlauchadaptern ein demontierbares System konstruiert habe.
Die Wasserbrücke hält den Wasserspiegel jetzt über eine Tupperdose und eine Colaflasche als Reservoir aufrecht.

Heute habe ich dann auch mal die Mönchsköpfe und den Parasol auf PDA überimpft, mal schauen, wie geotropa nun damit zurechtkommt. Der Parasol soll dann später auf Stroh gezogen werden und wird im Frühjahr erstmal auf einer moosigen Wiese vergraben.

Das war's dann erst mal wieder... Fortsetzung folgt =)

mykoma

Hallo miteinander =)

Meine Austernseitlinge fruktifizieren mittlerweile ganz schön:

14. Januar

15. Januar

16. Januar

heute morgen

Die Kulturen vom Pioppino und dem Schopftintling sind bisher oberflächlich unverändert, ich hoffe, dass sich bald die ersten Primordien zeigen

Der überimpfte Parasol wächst ebenfalls gut vor sich hin...

Der erste Klon des Mönchskopfs allerdings ist bakterienkontaminiert, die Kulturen kann ich wohl bald entsorgen...

Demnächst wird dann der zweite Klonansatz auf Stroh bzw. Kompost mal auf Agar überimpft, um zu sehen, ob dieser auch so kontaminiert ist.

Zudem werde ich heute mal einen Versuch wagen, krause Glucke zu kultivieren, nachdem meine Klonversuche von letztem Jahr direkt in die Hose gingen (enorme Bakterienkontis auf allen Ansätzen und kein Mycelwachstum aus dem Fruchfleisch), ich aber zudem noch einen Sporenabdruck erstellt hatte.

Ich möchte versuchen, sparassis crispa direkt auf einem Substrat keimen zu lassen, damit ich eventuell einen passenden Stamm selektieren kann - der Sporenabdruck (auf Alufolie) wurde dazu über Nacht in Wasser eingeweicht (unsteril). Im Moment sind die Substratgläser im Schnellkochtopf und werden dann heute Abend oder morgen mit der Sporensuspension inokuliert.

Als erstes Test-Substrat habe ich Weichholzstreu (für Nager) mit 5 % Weizenkleie angereichert und auf 70 % Wassergehalt gebracht - hoffe mal, dass von den 15 Gläsern wenigstens ein oder zwei durchkommen

Wenn die Zucht weitere Erfolge liefert, würde ich (der Übersichtlichkeit halber) für jede Art separate Zuchtthreads eröffnen, da ich neben den schon vorgestellten Arten noch diverse Sporenabdrücke habe - u.a. vom Grünspanträuschling (oder dem blauen? bin mir nicht ganz sicher, welcher es denn nun ist - für die Zucht aber erstmal unerheblich xD), rillstieligen Seitling, grünen Anistrichterling, rötlichem Holzritterling und Judasohr. Geplant für nächste Saison sind erst einmal noch Sporenabdrücke von getigertem Sägeblättling, Morcheln, Stockschwämmchen und violettem Rötelritterling =)

Welche Arten ich dann tatsächlich versuche zu kultivieren wird sich noch zeigen, jetzt gilt es erst einmal noch zu Üben, was die schon vorhandenen Arten angeht und im Allgemeinen Erfahrungen zu sammeln

Bis dahin liebe Grüße,
mykoma

Vielen Dank, Wutzi.

Nein, nicht direkt Kiefernspäne, sondern das Nagereinstreu (aus der dm-Drogerie), das aus Weichhölzern gewonnen wird. Ob da letztendlich Kiefer drin/dabei ist, kann ich nicht sagen, aber Nadelhölzer im Allgemeinen (nehme an, dass immer gerade die Holzarten für eine Charge genommen werden, welche günstig erhältlich sind).

Da sie aber auch an Fichten, Tannen, Douglasien und Lärchen gefunden werden können soll (was ein Satz ), dachte ich, ich nehm einfach mal was da ist für den ersten Test.

Grüße,
mykoma

Nun auf zum nächsten Update;

die Kulturen von Pioppino und Schopftintling in der Fruchtungskammer zeigen sich nach wie vor unverändert - ich warte mal bis Ende Woche 4, wenn sich dann immer noch keine Primordien gebildet haben, werde ich die Kulturen oberflächlich etwas ankratzen, um dadurch evtl. eine Fruchtung einzuleiten.

Der Austernseitling bildete von den vielen Primordien nur eine kleinere Traube wirklich aus, der Rest ist vertrocknet und wird teilweise schon wieder von Mycel überwachsen: 40 g Pilze für die Pfanne

Zu den anderen Testansätzen mit dem Pioppino kann ich nun auch ein bisschen was berichten.

Die Gläser sind mittlerweile fast durchwachsen, es zeigen sich aber deutliche Unterschiede im Mycelwachstum:

(v.l.n.r.: Buche ohne Zusatz, Buche + 2% Gips, Buche + 10% Kaffeesatz, Buche + Geheimzutat)

Während das Mycel auf reinem Buchenholz nur sehr fein wächst (auf dem Foto kaum zu sehen), zeigt der Gipszusatz ein (wenn auch nur gering) verstärktes Wachstum:

Der Ansatz mit Kaffeesatz zeigt ein nochmal leicht stärkeres Mycelwachstum, mit meiner anderen Zutat hatte ich anscheinend einen Glückstreffer gelandet:

Das Mycelwachstum ist hier um Welten intensiver - einziger Tipp zum Zusatz: Stickstoff. Hatte ich aber auch gehofft, da das Mycel auf dem mit Kleie angereicherten Buchensubstrat schon ein deutlich kräftigeres Wachstum im Vergleich zu der Buchenchips-Brut zeigte.

Beobachtbar war auch, dass die Kulturen mit Kaffeesatz das Substrat etwas zügiger durchwachsen haben (alle schon vollständig besiedelt - die anderen Ansätze brauchen noch ein paar Tage) - vielleicht enthält Kaffeesatz bestimmte Inhaltsstoffe, die die Wachstumsgeschwindigkeit anregen, werde da auch mal noch einen Kombiansatz ausprobieren mit Kaffeesatz und Kleie bzw. meiner Geheimzutat

Das Verfahren mit dem Beimpfungskanal für die Brut hat einen deutlichen Vorteil bzgl. der Besiedelungsdauer - während ich bei dem Beimpfen mit einem Agarpellet auf die Oberfläche des Substrats 8 Wochen warten musste, bis das Substrat vollständig besiedelt war, sind es nun nicht ganz 3 Wochen!

Die Keimansätze mit der Glucke zeigen noch nichts, wird wohl auch noch einige Zeit dauern...

Gestern habe ich dann mal noch Sporenspritzen vom rillstieligen Seitling (Pleurotus cornucopiae) und vom grünen Anistrichterling (Clitocybe odora) angesetzt und werde diese auch mal versuchen auf Substrat keimen zu lassen - angedacht ist erst einmal Stroh bzw. Buche für den Seitling und Stroh bzw. Kompost für den Trichterling, Updates folgen dann wieder bei Zeiten =).

Liebe Grüße,
mykoma