Rindenpilze

Es gibt 18 Antworten in diesem Thema, welches 3.330 mal aufgerufen wurde. Der letzte Beitrag () ist von KaMaMa.

    Hallo,


    gestern im Wald konnte ich einige für mich neue Pilze an Holz beobachten:


    1) An einer umgekippten Fichte relativ eindeutig Stereum sanguinolentum (Blutender Nadelholz-Schichtpilz):

    Bild 1a


    Bild 1b



    2) An liegender Rotbuche ein bläulich-grauer Pilz: Oligoporus cf. alni = jetzt Cyanosporus cf. alni (Fastblauender Erlen-Saftporling):

    Bild 2a

    Bild 2b


    Etwas weiter an einem Fichtenstubben nochmals und sogar noch blauer (Unterseite ist leider verwackelt):

    Womöglich Oligosporus cf. ceasius = Cyanosporus cf. caesius (Nachbestimmung Andreas - Danke schön!)

    Bild 2c



    3) An Astabfällen neben einer Waldarbeiterhütte viele orangene Krusten von Peniophora spec (ev. incarnata - siehe weiter unten in Konversation. Danke Björn, Andreas und Ingo für die Nachbestimmung/Korrektur!) Phlebia subochracea, den hätte ich eher gelb erwartet:

    Bild 3a


    Bild 3b


    Mikroskopisch lassen sich hier erkennen:

    - dickwandige, kristallbesetzte Zystidien

    - Schnallen

    - gelhaltige Bereiche

    - 4-sporige Basidien

    - Riesenzystidien in Ampullenform

    - inamyloide Sporen der Größe 3-3,5 x 5-6 (7) µm

    Bild 3c


    Bild 3d


    Bild 3e


    Bild 3f Sporen



    4) An liegendem, vermoostem Laubholz vermutlich Datronia mollis (Großporige Datronie oder Weicher Resupinatporling):

    Bild 4a


    Bild 4b


    Könnten meine Zuordnungen stimmen?

    LG, Martin

    Hallo,


    das habe ich auch gleich gedacht, dass das eine Peniophora sein muss. Phlebia subochracea ist ein dünnerer, eher gelber Belag und die Zystiden sind anders.


    Mit den blauen Oligoporussen - heute geschlossen in die eigene Gattung Cyanosporus übersiedelt - ist es nicht so einfach. Ob das erste nun Cyanosporus alni ist, ist zwar gut möglich, aber nicht sicher. Und der zweite dürfte aufgrund des Substrats Cyanosporus caesius sein.


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo.


    Für Peniophora incarnata sind die Sporen viel zu klein. Phlebia subochracea passt da besser, dachte ich.


    LG, Martin

    Hallo Martin,


    Phlebia hat aber nicht diese kristallbesetzen Zystiden. Das ist schon eine Peniophora. Du hast natürlich recht, daß die Sporengröße nicht zu P. incarnata paßt (ich hab bei der Recherche jetzt auch festgestellt, daß ich eigentlich P. laeta meinte, insbesondere, wenn das Substrat Carpinus ist; aber auch da paßt die Sporengröße nicht). Deshalb die Frage: Welche Sporen hast du gemessen? Am besten einen Abwurf machen, damit du da auch wirklich reife Sporen erwischt.


    Björn

    Hallo Björn,


    der Sporenabwurf läuft.

    Ich hoffe er klappt noch, die Probe war schon fast eingetrocknet...

    (Ich habe sie wieder angefeuchtet)


    LG, Martin

    Hallo!


    Zitat von boccaccio

    (ich hab bei der Recherche jetzt auch festgestellt, daß ich eigentlich P. laeta meinte, insbesondere, wenn das Substrat Carpinus ist;

    Auch dann ist es nicht Peniophora laeta, die wächst nicht so großflächig AUF der Rinde und hat auch die stumpfen Knubbel nicht.


    Gibt auch noch andere Orangefarbene Peniophoras........

    Aphyllophorales News - Holzpilze - Porlinge - Rindenpilze: Peniophora aurantiaca – Grünerlen-Zystidenrindenpilz

    ......... allerdings bin ich der Meinung, dass bei reifen Sporen schon noch das Maß von Peniophora incarnata (Fleischrötlicher Zystidenrindenpilz) rauskommt.


    VG Ingo W

    ________________________________________________________________
    "Pilz nur von oben ist wie Käfer nur von unten"

    150-15 (APR 2022) = 135-5 (GnE-Wette verloren "über 11 gelöst") = 130+4 (am nächsten an der 222.Schnapps-Punktzahl) = 134+7 (7.Platz im APR 2022) = 141+4 (KISD-Prozente von GnE) = 145-15 (APR 2023) = 130+3 (10. Platz) = 133+3 (Unbewusst-Phal) = 136+5 (Lupus-Wette-APR-Sieger=ü300) = 141+5 (GnE-Gewinnsteuer-APR23) = 146+7 (Phalplatz 1) = 153-20 (APR 2024) = 133

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    Hallo,


    mein erster Sporenabwurf hat leider nicht geklappt, die Chose ist wieder eingetrocknet - tja: eindeutig Anfängerfehler!


    So, nach dem erneuten Einweichen habe ich vorhin an 4-6 Stellen von der Probenoberfläche Material gezupft und unter das Mikroskop gelegt.

    Der Rest der angefeuchteten Probe liegt derzeit unter einem vom Durchmesser passenden Kunststoffschälchen auf einem Objektträger im Schrank, vielleicht klappts ja heute nacht.


    In der Folge habe ich vorhin 22 Sporen auf dem Boden des Objektträgers liegend vorgefunden und gemessen, dann abgebrochen da die Werte dicht beisammen liegen.

    Das Ergebnis liegt tatsächlich deutlich höher als bei der Erstmessung (Warum?).

    Der Minimalwert von heute entspricht dabei etwa dem Maximalwert der Erstmessung.

    Ergebnis jeweils in der Form (Min) - Median-StAbw - Median - Median+StAbw - (Max) - ich hoffe das passt so!

    Länge: (7,0) 7,4-8,0-8,6 (9,0) µm

    Breite: (3,0) 3,7-4,0-4,3 (4,5) µm

    Quotient: (1,8) 1,8-2,0-2,2 (2,3); jeweils aus den L/B-Wertepaaren der einzelne Sporen gewonnen


    Wenn ich bedenke, dass sich die Sporen in Wasser durchaus mal drehen und dadurch die Längenmessung zu kleineren Werten verfälscht ausfällt - der Vorteil eines Sporenabwurfs wird dadurch offensichtlich - liegen die Werte zwar am unteren Rand des Wertebereiches von P.incarnata (8-12 x 3,5-5 oder 7,5-10 x 3,5-5 je nach Quelle), aber sie liegen drinnen - wie Ingo eben schon orakelt hat!


    Für P.aurantica finde ich die Sporengrößen-Angabe von 16-18 x 8-9.

    Da liegen wir aber noch weit weg, obwohl mir der von der Farbe her mehr zusagen würde...


    Bin schon auf den Abwurf gespannt und hoffe, er klappt diesmal!


    VG, Martin



    PS.: Übrigens ist die Pilzkruste gar nicht so dick, wenn man mit der Pinzette hineingreift, ist man sofort auf der Borke und hat quasi nichts erwischt.

    Die einzelnen Pinzettenzupf-Proben haben alle etwa die gleiche Dicke, könnte das nicht die Krustendicke sein?

    Mirkoskop 100x

    Hallo zusammen,


    zunächst mal hat Ingo natürlich recht, daß P. laeta die Rinde sprengt und damit hier schon mal aus dem Rennen ist. P. aurantica ist mit den aktuellen Sporenmaßen dann wohl auch außen vor, außer die Sporen werden jetzt jeden Tag noch mal einen Faktor 2 größer ;)

    Interessant wären noch etwas genauere Informationen zu den Gloeozystiden. Färben die sich mit SV dunkel (werden sie mit hoher Wahrscheinlichkeit) und wie groß sind sie? Bei P. incarnata werden sie bis zu 200 µm lang.


    Björn

    Hallo Martin,


    das ist Sulfovanillin. Stellt man sich im Normalfall jedes Mal selber frisch her in dem man ein bißchen Vanillin in 65% Schwefelsäure löst. Das Zeug ist nämlich ansonsten nicht lange haltbar.


    Björn

    Hallo,


    der Sporenabwurf war jetzt erfolgreich und viele reife, avertrocknete Sporen liegen vor.

    Ich musste habe in Wasser quellen lassen, beobachtete aber viele Sporen mit Vakuolen (?), weshalb ich noch ein Tröpfchen Lugol zusetzte - das soll ja erlaubt sein.

    Dann wurden nur Sporen ohne Vakuolen gemessen.

    Bild: Sporen in Wasser, wieder aufgequollen


    Die gestrige Messung wird bestätigt, allerdings leicht nach oben korrigiert (+0,5µm), da die Sporen vermutlich besser ausgerichtet sind.

    Einen Faktor 2 schaffe ich leider nicht, Björn. :gzwinkern:

    L x B = (7,0) 8,0-8,5-9,0 (9,0) x (3,5) 3,8-4,0-4,2 (4,5)

    Ich frage mich, ob das Medium durch den osmotischen Druck, den es auf die Zelle ausübt, womöglich einen erheblichen Einfluss auf das Ergebnis der Sporenmessung hat.

    Wahrscheinlich resultieren u.a. hieraus die leichten aber merklichen Schwankungen der Messergebnisse.

    Geplatzte Zellen/Sporen konnte ich allerdings keine entdecken...


    Zum Thema Gloeozystidien wollte ich noch nachfragen, ob damit so etwas hier gemeint sein könnte,

    lange Zystidien mit seltsamem, wie gefaltet wirkendem Inhalt (in Kongorot gefärbt):

    Bild 3g 400x


    Bild 3h 1000x


    Ich könnte natürlich versuchen diese auffälligen Zellen zu vermessen, sie wirken jedenfalls recht lang.

    Vorgestern habe ich sie fotografiert, aber leider nicht gemessen.


    LG, Martin

    Hallo KaMaMa!

    Zitat von KaMaMa

    Zum Thema Gloeozystidien wollte ich noch nachfragen, ob damit so etwas hier gemeint sein könnte,

    lange Zystidien mit seltsamem, wie gefaltet wirkendem Inhalt (in Kongorot gefärbt):

    Ja, die rot markierten im vorletzten Bild, das sind sie.

    Der Inhalt müsste spätestens mit KOH körnig sein, kannst ja mal testen.

    Peniophora incarnata - Mikrobilder


    VG Ingo W

    ________________________________________________________________
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    150-15 (APR 2022) = 135-5 (GnE-Wette verloren "über 11 gelöst") = 130+4 (am nächsten an der 222.Schnapps-Punktzahl) = 134+7 (7.Platz im APR 2022) = 141+4 (KISD-Prozente von GnE) = 145-15 (APR 2023) = 130+3 (10. Platz) = 133+3 (Unbewusst-Phal) = 136+5 (Lupus-Wette-APR-Sieger=ü300) = 141+5 (GnE-Gewinnsteuer-APR23) = 146+7 (Phalplatz 1) = 153-20 (APR 2024) = 133

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    Hallo Ingo & Björn!


    Danke für die Bestätigung meines leisen Verdachtes!


    Übrigens wegen Sulfovannilin zum Einfärben der Goeozystidien:

    Kann es sein, dass auch Kresylblau zum Einfärben der Goeozystidien funktioniert?

    Das habe ich zwar auch nicht, aber es erscheint mir etwas angenehmer im Umgang als 70%ige H2SO4...

    Vielleicht bestelle ich das dann beim nächsten Chemie-Einkauf mal mit - wird wahrscheinlich nicht so schnell schlecht.


    KOH zum Verseifen des Öls (?) geht also auch zum Nachweis von Goeozystidien? Wahrscheinlich muss sie dann hochkonzentriert sein (20%-30%)?


    Welche Chemikalien sollte man denn vorrätig haben?

    Im Moment habe ich zuhause

    - Lugol (Flechten)

    - Natrium-Hypochlorid (Flechten)

    - Paraphenylen-Diamin (Flechten)

    - KOH 20% & 30% (Flechten)

    - Kongorot in SDS

    - Karminessigsäure


    Ich habe den Verdacht, Baumwollblau (Kollagene), Kresylblau (pos. gel. Moleküle) und ev. Methylenblau (Pektine, Chromatin, usw.) wären von Zeit zu Zeit auch nicht schlecht zu haben.


    LG, Martin

    Hallo Martin,


    ob sich die Gloeozystiden auch anderweitig färben lassen, weiß ich nicht. Das ist aber auch eigentlich egal, denn in sämtlichen Schlüsseln wird immer gefragt, ob sie sich in SV verfärben. Also führt da erstmal kein Weg dran vorbei. SV braucht man übrigens auch bei der Täublingsmikroskopie, da färben sich die Pileozystiden der Huthaut nämlich auch gerne in SV. Ansonsten hängt es stark davon, wofür man sich so interessiert. Wer z.B. Phytoparasiten mikroskopiert, wird praktisch ganz ohne Chemikalien auskommen (vom ominösen Hoyers Medium mal abgesehen, das Keimporen bei Rostpilzen sichtbar machen soll), wer Täublinge mikroskopiert, braucht SV, Kongorot, Karbolfuchsin und Lactoglycerol...


    Björn

    Hallo Martin,


    zum Färben der Gloeozystiden mit Kresylblau habe ich einen Hinweis gefunden in Z - Mykopedia.

    Demnach "Mit Kresylblau färbt sich der Inhalt tiefblau, während die Wände blass violett werden."

    Ausprobiert habe ich es nicht.


    Grüße

    Günter

    Glaube denen, die die Wahrheit suchen, und zweifle an denen, die sie gefunden haben. (A. Gide)

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    Hallo Günther,


    zur Sichtbarmachung der Gloeozystiden (GZ) reicht Kresylblau (KB) also vermutlich aus!


    Björn hat aber recht, wenn er darauf hinweist, man muss die SV-Reaktion beobachten, wenn der Schlüssel das so verlangt;

    dann führt zur Artbestimmung via Schlüssel wohl kein Weg an SV vorbei.

    Es gibt nämlich mit SV einfärbbare und mit SV nicht einfärbbare GZ. Die sollen ggf. unterschieden werden.

    Ob es mit KB ebenso einfärbbare und nicht einfärbbare GZ gibt, und ob diese dann deckungsgleich mit den mit SV einfärbbaren und nicht einfärbbaren GZ sind, ist denkbar aber unklar.


    LG, Martin