Melanoleuca?

Hi,

du scheinst dich mit der Gattung nicht sonderlich gut auseinander gesetzt zu haben. In der ersten Frage wird in den gängigen Schlüsseln nach Cheilozystidenformen gefragt. Lange Zystiden mit "körniger" Oberfläche an der Spitze versus kurzen, zweizelligen "Brennhaarzystiden".

Ich sehe keines von beiden auf deinen Mikrobildern. Wenn du auch keine findest, dann wird es wohl keine Melanoleuca sein.

Hinzu kommt noch, dass die Gattung alles als einfach in der Bestimmung ist. Antonin sitzt wohl gerade daran. Wie weit er mit der Überarbeitung ist? Keine Ahnung. Auf jeden Fall muss dort Ordnung geschaffen werden mit genetischen Untersuchungen.

l.g.

Stefan

Hallo Benjamin

Zunächst die guten Neuigkeiten: Mit Melanoleuca liegst du richtig.

Die schlechte Neuigkeit: Eine sichere Bestimmung in der Gattung ist eine Mutprobe, oft gelingt es nur per Sequenzierung.

Die Weichritterlinge sind in der Präparationstechnik und beim Mikroskopieren sehr anspruchsvoll.

Sporen messen ist einfach, das hast du im Abwurf gemacht, soweit alles gut.

In dem Melzer-Präparat sieht man schön die amyloiden Warzen, das ist typisch für Melanoleuca (und einige andere Gattungen).

Cheilozystiden gibt es nicht bei allen Melanoleucas, und oft sind sie sehr schwer zu finden oder es gibt nur vereinzelte.

Da musst du in Kongorot anfärben, dann vorsichtig quetschen, nicht zu viel.

Dann unters Mikroskop tun und je nachdem nach und nach etwas mehr quetschen.

Dadurch, dass die Zystiden oft spärlich und unauffällig sind, hast du ein Problem: Du kannst nie definitiv beweisen, dass es KEINE Zystiden gibt.

Nur wenn du eine findest, bist du sicher dass es welche gibt. Das heisst: Wenn du keine findest, musst du lange suchen und mehrere Präparate machen.

Es gibt drei Möglichkeiten bei Weichritterlingen:

a) Du findest gar keine Zystiden

b) Es gibt grosse, breite, auffällige Zystiden (Makrozystiden)

c) Es gibt schmale, spitze Zystiden die oft an der Spitze einen Kristallschopf haben (Brennhaarzystiden)

Wenn du die Frage der Cheilozystiden geklärt hast, geht die Mühe an der Stieloberfläche weiter.

Dazu entnimmst du eine dünne Schicht kurz unter der Stielspitze, und dann suchst du dort:

a) Gibt es Basidien? (ja, manche Weichritterlinge haben Basidien am Stiel)

b) Gibt es echte Kaulozystiden, die ähnlich geformt sind wie die an der Lamellenschneide?

c) Gibt es andere, meist keulige oder zylindrische Elemente?

Das ist nachher alles wichtig. Kleiner Tipp: Wenn du b mit ja beantwortest, aber an der Schneide keine Zystiden gefunden hast, dann warst du nicht gründlich genug.

Jeder Weichritterling mit echten Kaulozystiden hat auch Cheilozystiden.

Makroskopie hätte ich fast vergessen:
- Querschnitt machen, Farbe des Fleisches in der Stielbasis ist wichtig

- Geruch notieren

- Form der Stielbasis ist wichtig (gerade, verdickt, keulig, knollig)

- Hut und Stiel messen und für später notieren

So, wenn du das alles hast, studierst du die englischen Papers von Antonin et al. der letzten Jahre.

Alle andere Literatur kannst du vergessen, nicht einmal mit der Funga Nordica kann man heute noch Weichritterlinge bestimmen.

Für die Arten ohne Zystiden gibt es keinen aktuellen Bestimmungsschlüssel, d.h. du musst anhand der äusserst ausführlichen Beschreibungen bestimmen.

Die einzelnen Arten sind oft kaum abgrenzbar, insbesondere wenn man nur einen Fruchtkörper hat.

Fazit:

Weichritterlinge sind gut um Mikroskopieren zu lernen, aber brauchen sehr viel Geduld.

Du darfst nicht enttäuscht sein, wenn am Schluss die ganze Mühe vergebens war.

Wenn du Lust hast all die Mikromerkmale zu sammeln, kann ich dir zumindest bei der Bestimmung helfen und du kannst dir das Studium der Papers erstmal sparen.

Noch was: Melanoleuca brevipes ist ein nomen confusum. Der Name wurde quasi für alle braunen Weichritterlinge mit auffällig kurzem Stiel benutzt.

Das ist aber gar kein arttrennendes Merkmal, sondern kann bei vielen Weichritterlingen auftreten.

Nachdem diverse brevipes-Kollektionen sequenziert wurden, kamen etliche verschiedene Arten dabei heraus.

Welche dieser Arten Bulliard im Jahr 1791 in der Hand hatte, als er "Agaricus brevipes" beschrieb, lässt sich leider nicht mehr feststellen.

LG Raphael

Hallo Benjamin,

den Pilz zu trocknen ist eine gute Idee. Auch am Exsikkat bleiben die mikroskopischen Merkmale erhalten.

Zur Untersuchung wird ein kleines Fragment abgelöst, wieder eingeweicht (in Wasser oder leichter in KOH) und kann dann wie ein frisches mikroskopiert werden.

Breitenbach/Kränzlin haben die Mikroskopie der in ihren Büchern "Pilze der Schweiz" vorkommenden Pilze meist am Exsikkat vorgenommen.

Gruß

Peter

Danke Raphael,

dass Du die Sachlage in der Gattung Melanoleuca so ausführlich zusammengefasst hast, dem ist kaum etwas hinzuzufügen.

Es ist leider so wie in vielen anderen Gattungen, dass seit der FN und dem 2. Band von Gröger so viel Erkenntnisgewinn durch Molekulargenetik dazugekommen ist, dass die beiden Schlüsselwerke in vielen Gattungen nur noch eine Grobrichtung für die Bestimmung darstellen. Aber es gibt leider nichts Besseres!

Wir sind gerade dabei, eine Übersicht dieser Artikel zu generieren und für alle zur Verfügung zu stellen.

Was Melanoleuca betrifft, so meine ich, dass Vladimir alle Sektionen bearbeitet hat. Ich habe mir daraufhin mal einen Bestimmungsschlüssel gebastelt und kann Raphaels Aussage nur unterstreichen: Bei den Arten mit Brennhaarzystiden bleibt eine Bestimmung in den meisten Fällen unsicher und bedarf einer Validierung durch die Genetik.

schöne sonnige Grüße in die Runde

Günter.

Zitat von ibex

Ich habe einige Präparate der Lamellen erstellt und habe nach Cheiloszystiden gesucht. Ich habe auch viele Fotos gemacht, konnte aber nicht wirklich etwas finden. Die Fotos habe ich gerade nochmal durchgeschaut und auf einem noch etwas gefunden. Könnten diese Härchen etwas sein? Auf einem scheint zumindest eine Art Kristallschopf zu sitzen. Oft weiss ich einfach nicht genau, nach was ich eigentlich suche.

Hallo Benjamin

Schwer zu sagen, kann sein oder auch nicht. Du musst vermutlich mehr quetschen, die Lamellenschneide scheint noch recht dick zu sein.

So wirst du nicht viel sehen. Es müsste etwa so aussehen:

Brennhaar-Zystiden ohne Kristallschopf:

Brennhaar-Zystiden mit Kristallschopf:

Makrozystiden:

Zitat von ibex

Woher bekommt man die englischen Papers von Antonin et al.? Im Moment werde ich wohl leider keine Zeit haben das zu studieren, aber für die Zukunft wäre das sicher auch sehr interessant.

Die meisten kannst du auf Researchgate herunterladen:

Antonin et al 2014 - Melanoleuca juliannae (Basidiomycota, Tricholomataceae), a new species from subgen. Urticocystis. Phytotaxa 170 13–23

Antonin et al 2015 - Identity of Agaricus brevipes Bull. (Melanoleuca brevipes, Tricholomataceae, Basidiomycota) - Mycological Progress 14

Antonin et al 2017 - Molecular phylogenetics and taxonomy in Melanoleuca with emphasis on M. exscissa group and the description of M. griseobrunnea sp. nov. Plant Systematics and Evolution 303

Antonin et al 2017 - Taxonomy, ecology and distribution of Melanoleuca strictipes (Basidiomycota, Agaricales) in Europe - Ceska Mycologie 69(1)

Antonin et al 2018 - Two lesser-known Melanoleuca species, M. malenconii and M. tristis from anthropogenous habitats in the Czech and Slovak Republics. Acta Musei Moraviae, Scientiae biologicae

Antonin et al 2021 - Melanoleuca galbuserae, M. fontenlae and M. acystidiata - Three New Species in Subgenus Urticocystis - Journal of Fungi 7

Antonin et al 2021 - Multilocus phylogeny and taxonomy of European Melanoleuca subgenus Melanoleuca. Mycologia 114(61): 1-30

Antonín et al 2023. Two new European species of Melanoleuca (Fungi, Agaricales) with comments on the M. graminicola group. Systematics and Biodiversity. 21(1, no. 2218375)

Kalmer et al. 2018 - Phylogeny of Some Melanoleuca Species in Turkey and Identification of Melanoleuca angelesiana A.H. Sm. As a First Record - Kastamonu University Journal of Forestry Faculty

Aber ganz ehrlich, ich würde mich da nicht zu früh reinknien. Ich habe mich einen halben Winter damit beschäftigt

Wenn du wieder mal eine schöne Kollektion hast mit mehreren, frischen Fruchtkörpern, kannst du am Mikroskop üben und die Ergebnisse hier rein stellen

Zitat von ibex

Was mich immer noch etwas wundert ist die Breite der Sporen. Sind diese nicht eher breit? Die Melanoleuca, welche ich in der Literatur nachgeschaut habe, hatten eigentlich die meisten Sporen bis max. 6.5 µm Breite.

Es gibt einige Arten mit so breiten Sporen. Aber du hast recht, das schränkt die Auswahl schon ordentlich ein.

Dein Fund könnte Melanoleuca acystidiata, communis, favrei, graminicola oder krieglsteineri sein. Über die Ökologie könnte man vielleicht noch etwas ausschliessen.

Misst du denn die Sporen im 100er Objektiv? Habe das Gefühl deine Bilder sind eher unter einem 40er oder 63er gemacht.

Sporen messen solltest du immer mit dem 100er, sonst ist es zu ungenau. Warzen übrigens nicht mitmessen.

Zitat von ibex

Leider ist der Pilz mittlerweile in einem ziemlich schlechten Zustand. Wie geht man eigentlich am besten vor, wenn man den Pilz für weitere Untersuchungen konservieren möchte?

Zunächst im Kühlschrank aufbewahren, da halten frische Pilze locker 3 Tage für weitere Untersuchungen. Und sonst halt trocken, wie Peter geschrieben hat.

Untersuchungen am Trockenmaterial sind etwas mühsamer als an Frischmaterial, aber mit etwas Übung geht das auch gut.

Gruss Raphael

Hallo Benjamin,

nimm mal nicht eine ganze Lamelle beim Mikroskopieren. Es ist vollkommen ausreichend ein winziges Stückchen von ca. 1 mm² zu nehmen. Das lässt sich dann problemlos quetschen.

Das mit dem Immersionsöl läuft genauso wie du es dir vorstellst. Vergiss das Putzen des 100x Objektivs. Das Öl schadet dem Objektiv nicht, wenn es dort Tage oder Wochen verbleibt. Und wenn du unbedingt was machen willst, dann reicht es, mit einem weichen Papiertaschentuch abzuwischen. Und wenn es wirklich mal schmutzig ist, geht jeder Alkohol - sogar Wodka oder Kirschwasser.... oder ...

Freundliche Grüße

Peter

Hallo Benjamin,

du hattest einige Fragen an Clavaria/Raphael gestellt. Dazu von mir zwei kurze Anmerkungen.

Das von dir ausgesuchte Wundbenzin kommt mir (für deutsche Verhältnisse) extrem teuer vor.

Wenn ich google, dann finde ich Preise so zwischen 10-12 € plus Versand.

Ich hatte bei einem freundlichen Apotheker ein kleines Fläschchen günstig abgefüllt bekommen, denn einen Liter verbrauche ich wohl in meinem Leben nie.

Zur Vorgehensweise mit dem 100er Öl-Objektiv. So wie du es geplant hast, ist es richtig. Aber nach dem Ölen nicht auf das 63er oder 40er zurückdrehen, die sind sonst auch verschmiert !

Grüße und weiter gute Fortschritte

Günter

PS:

da war Peter deutlich schneller

Zitat von ibex

Ich lege z.B. eine Lamelle auf einen Objektträger und mache dann einen Tropfen Wasser drauf, lege das Deckgläschen drauf und quetsche das Ganze etwas mit einem Korkenzapfen etwas. Oft habe ich das Problem, dass es scheinbar zu dick ist und das Deckgläschen dann irgendwie schräg liegt, auf einer Seite hat es noch Wasser, auf der anderen Luft. Sollte man besser versuchen von der Lamelle nur einen dünnen Streifen des vordersten Teils mit der Lamellenschneide rauszuschneiden, um es besser quetschen zu können? Und was, falls man zu viel quetscht? Können dann z.B. die Cheilozystiden beschädigt werden und man sieht sie nicht mehr? Würde man diese Brennhaarzystiden denn auch ohne Kongorot finden oder eher nicht? Welches Objektiv hast du für die Fotos oben verwendet, bzw. welches nimmst du normalerweise für Cheilozystiden (40er, 63er oder 100er)?

Hallo Benjamin

Das richtige Mass an Quetschen in Übungssache. Was Peter schreibt ist schon mal richtig, weniger Material ist besser.

Entweder nur ein kleines Stück Lamelle, oder nur einen feinen, aber langen Streifen entlang der Schneide. Beides kann man gut quetschen.

Du musst mindestens so weit quetschen, dass die meisten Luftbläschen weg sind. Das braucht oft etwas Geduld und Feingefühl, damit sie ohne allzu viel Druck unter dem Deckglas "wegschwimmen".

Die Zystiden sind bei den meisten Gattungen recht stabil, die zerdrückst du nicht so schnell. Es gibt Ausnahmen, z.B. bei Tintlingen.

Das Wichtigste beim Mikroskopieren ist Übung. Such dir irgendeinen Risspilz, Täubling, Düngerling oder so. Ohne Bestimmungsabsicht, nur zum Üben.

Einfach eine Gattung die leicht ansprechbar ist, und gemäss Literatur viele Zystiden hat.

Damit kannst du gut den richtigen Schnitt und die Druckstärke ausprobieren.

Die Brennhaarzystiden sieht man auch ohne Kongorot, aber der Kontrast ist halt schlechter.

Für Zystiden nehme ich meistens das 40er, oder das 63er wenn die Zystiden eher klein (z.B. bei Conocybe).

Zitat von ibex

Zudem muss ich auch noch schauen, wie das mit dem 100er funktioniert. Zuerst mit dem 63er durchschauen, dann den Revolver etwas weiterdrehen und einen Tropfen Imersionsöl auf das Deckgläschen auftragen und zum Schluss das 100er eindrehen, oder?

Wenn man das 100er oft braucht, hat man gerne einen freien Platz am Revolver, und das 100er direkt daneben. Also im 40er oder 63er scharf stellen, auf den freien Platz drehen, einen kleinen Tropfen Öl aufs Deckglas, 100er drauf und dann los. Ohne freien Platz geht es natürlich auch.

Und die Reinigung... ich reinige das alle paar Monate. Wenn du modernes Immersionsöl nimmst, musst du dich da nicht grossartig drum kümmern.

Sporenabdruck nicht im Kühlschrank machen. Normalerweise hast du mehrere Exemplare, einzelne Fruchtkörper würde ich eh (fast) immer stehen lassen (ein Pilz ist kein Pilz).

Ein frischer Hut macht in 1-2 Stunden schon einen Abdruck, der fürs Mikroskop reicht. Nur wenn du die genaue Farbe des Spp brauchst (Täublinge etc.), musst du einen richtig dicken Abdruck haben der länger dauert. Die 1-2 Stunden überlebt der Hut auch bei Raumtemperatur und kann nachher trotzdem getrocknet werden.

Gruss Raphael

Ja das Öl ist sicher in Ordnung

Stereolupe: Ich mache meine Präparate ohne, andere schwören darauf. Je kleiner die Pilze sind, umso eher brauchst du eine.

Für den Anfang ist es nicht unbedingt nötig.

Entoloma-Sporen: Ui, ich bin kein Optiker. Vielleicht kann dir das jemand anderes erklären.

Aber der Effekt ist bekannt. So sieht man auch die Amyloid-Reaktion am Sporenpulver viel besser als unter dem 100er Objektiv.

Dextrinoidität von Hebeloma und anderen Braunsporern sollte man auch nicht bei maximaler Vergrösserung anschauen, ich nehme dazu immer das 10er Objektiv.

Gruss Raphael

Zitat von Peter

Hallo Benjamin,

nimm mal nicht eine ganze Lamelle beim Mikroskopieren. Es ist vollkommen ausreichend ein winziges Stückchen von ca. 1 mm² zu nehmen. Das lässt sich dann problemlos quetschen.

Das mit dem Immersionsöl läuft genauso wie du es dir vorstellst. Vergiss das Putzen des 100x Objektivs. Das Öl schadet dem Objektiv nicht, wenn es dort Tage oder Wochen verbleibt. Und wenn du unbedingt was machen willst, dann reicht es, mit einem weichen Papiertaschentuch abzuwischen. Und wenn es wirklich mal schmutzig ist, geht jeder Alkohol - sogar Wodka oder Kirschwasser.... oder ...

Freundliche Grüße

Peter

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hi Peter,

es geht nicht jeder Alkohol. Ich hab mir mal ein 100er mit Isopropanol ruiniert. Es hat hinterher geklappert.

Grüße Peter

Hallo Ben,

ich mag kein Öl auf dem Objektiv, wenn ich nicht mikroskopiere, daher wische ich es ganz am Ende der Mikroskopiersession mit einem Kosmetiktuch ab. Nicht reiben, das kann Kratzer auf der Linse geben. Wegen der Farbe des Sporenpulvers: im Abwurf liegen hunderte oder gar tausende Sporen übereinander, unter dem Mikroskop liegt nur eine einzige Spore. Sporenfarbe ist also was anderes als Sporenpulverfarbe.

FG

Oehrling

Wenn es mir nur ums Sporen-messen geht, schabe ich etwas Stielhaut knapp unter den Lamellen ab. Dort hat man immer ein Abwurfpräparat, auch bei Weißsporern, nur sieht man die erstmal nicht.

Dann anfärben und quetschen. das hat - neben dem nicht-auf-ein-Abwurfpräparat-warten-müssen - auch den Vorteil, dass die Sporen ruhig in ihrer Stielhautmatrix liegen und sich nicht bewegen!

Grüße

Günter

Hallo Benjamin,

Oehrling hat es schon gesagt. Die Farbe der Sporen im Mikroskop ist nicht identisch mit der Sporenpulverfarbe, die man makroskopisch beurteilt. Als Beispiel diese Aufnahme vom Sporenabwurf auf einem Objektträger.

Die Sporenpulverfarbe ist im original Abwurf dunkelbraun (wie Bitterschokolade). Der Objektträger wurde mit dem 10x Objektiv (100fache Vergrößerung) im Durchlicht betrachtet. Im rechten Bereich erscheinen die dicht übereinanderliegenden Sporen fast schwarz. Im linken Bereich liegen die Sporen einzeln, da erscheinen sie fast farblos.

Deshalb ist es auch so wichtig, die Sporenpulverfarbe makroskopisch zu beurteilen.

Unter dem 100x Objektiv erscheinen dieselben Sporen dann sogar etwas grünlich.

Die Gründe dafür hast du selbst schon genannt, das Übereinanderliegen und die helle (Durchlicht-) Beleuchtung.

Gruß

Peter

larchbolete : Das 100x Objektiv würde ich mir gerne ansehen - vor allem, wenn es nicht vor 1980 gebaut wurde. Die Botschaft höre ich wohl, allein mir fehlt der Glaube.

Gruß

Peter

Guten Abend zusammen,

ibex hat in seiner ersten Nachricht zu einem Bild folgendes geschrieben: "Das sah mMn auch faszinierend aus. Vielleicht kann mir jemand erklären, was man hier sieht."

Ich hatte solche Bilder auch des öfteren. Meiner Meinung nach ist da Luft zwischen den Objektträger und das Deckgläschen gekommen und man sie Wassertropfen und -schlieren, die vermutlich unten am Deckgläschen hängen.

Es gibt hier eine Serie über Pilzmikroskopie: http://tintling.com/literatur/pilzbuecher_31.html, manche Artikel waren für mich aber nicht grundlegend genug.

Viele Grüße,

Benjamin

Hi Benjamin,

das ist eine Hyphe, ein Zellfaden, mit Septen (Zell-Querwänden) ohne Schnallen.

Die Hyphe kann von Deinem Pilz stammen, oder z.B. von einem Schimmel.

Wolfgang