Hallo an alle,
Ich vermute, Norbert liegt mit Clavulina rugosa agg. richtig.
Da gibt es eine unverzweigte, un-runzelige Form, die besonders an lichten Stellen in Laubwäldern vorkommt.
Das ließe sich am Mikroskop vergleichsweise leicht festmachen.
Grüße,
Wolfgang
Wiese, die umgeben ist von Aesculus, Tilia und Quercus.
Hallo Thorben,
clypeatum braucht Rosengewächse wie Schlehe, Wildkirsche oder Weißdorn. Wäre auch eine ungewöhnliche Jahreszeit.
Scheint auch ein Sequenzierungsfall zu sein. Hast Du einen Beleg?
Gruß,
Wolfgang
Hi Bernd,
Danke für den Hinweis. Mir sind bisher keine Sclerobasidien im laeticolor-Aggregat aufgefallen, ich habe aber auch nicht darauf geachtet und nichts darüber gelesen.
Wenn die Arten mal genetisch getrennt werden, könnten solche Merkmale vielleicht helfen, sie auch mikroskopisch zu trennen.
Grüße,
Wolfgang
Hallo Felli,
super, vielen Dank, das bringt mich weiter.
Der Tipp mit Schumacher hat mich auch dazu gebracht, parallel den Schlüssel in den Nordic Macromycetes danebenzulegen (auch von Schumacher, 2000).
Ich hab' nochmal einen anderen (reiferen?) Fruchtkörper angesehen, und in Wasser statt BWB mikroskopiert.
Die Sporen hier sind schon ziemlich perfekt globos. Es gibt kaum freie Sporen, also sind sie immer noch nicht ganz reif.
Als Durchmesser finde ich in Wasser 16-18 my. Das Ornament (kann ich nur in BWB beurteilen) ist 0.8 - 1.2 my hoch
Ich sehe viele kleine Guttulen.
hyperborea hätte wohl längere Haare.
minor hätte auch trifurcate Basen und Warzen mit heterogener Größe.
Damit scheint nichts gegen barlae zu sprechen.
Grüße,
Wolfgang
Wurde eigentlich schon der Typusbeleg aus Cuba sequenziert oder gibt es kein Material mehr ?
Hallo Thorben,
selbst wenn vorhanden, wäre der schon steinalt (1869). Mit den klassischen Sequenziermethoden geht da nix mehr.
Gruß,
Wolfgang
Hallo Felli,
als ich geschrieben habe "nicht so meine Kernkompetenz" meinte ich: "ich habe keine Ahnung" 
Nein, ich weiß wirklich nicht was die Verwechslungspartner sind und wie ich sie abgrenze. Ich hatte nur den verlinkten Schlüssel benutzt.
Randhaare liefere ich hier nach, sie sind ca. 50/50 einfach oder bifurkat, ca. 200-400 my lang. Und jetzt?
Gruß,
Wolfgang
Hallo an alle,
Ascos sind ja nicht so meine Kernkompetenz, aber an dem Fund auf einem Extremstandort (nackter Keuperton durch natürlicher Erosion, NSG Altenburg bei Bettingen/Eifel) konnte ich nicht vorbeigehen.
Und jetzt sitze ich da mit einer Scutellinia, die einen Namen sucht.
Mit dem Schlüssel von ascomycete.org
https://ascomycete.org/Portals/0/Archives/AscomyceteOrg%2011-06%20297-308.pdf
komme ich bei S. barlae 'raus, aber da mir jede Erfahrung in der Gattung fehlt, bleibt natürlich eine gehörige Portion Unsicherheit.
Mag mir jemand die Bestimmung bestätigen oder korrigieren?
Grüße,
Wolfgang
Hallo Bläuling,
bei der zweiten würde ich fusiformis anzweifeln. Die ist viel größer, und deutlich büschelig (siehe Bild).
Wahrscheinlich gehört Deine zweite auch in das laeticolor-Aggregat wie die andere - da gibt es mehrere Arten die noch nicht getrennt wurden.
Grüße,
Wolfgang
Ich werde Kai mal fragen, ob sich die gefundene inopiliforme-Sequenz von ochreooprunuloides unterscheidet.
Hallo an alle,
zu der diskutierten Entoloma habe ich ein kleines Update.
Es gibt als "braune bloxamii" wohl (mindestens) zwei Arten: eine kleinsporige (im Mittel <= 7my) und eine mit großen Sporen (> 8 my).
Die kleinsporige hieß ochreoprunuloides oder luteobasis , wobei sich inzwischen herausgestellt hat, dass beide Typen genetisch identisch sind. Da luteobasis der ältere Name ist, hat er Priorität.
Für die großsporige gibt es nur den Namen inopiliformis. Auch wenn die Art laut Originalbeschreibung gelbbraun und faserschuppig ist, kann der Name laut Kai auch für andere Farbvarianten verwendet werden.
Jetzt habe ich von unserem Fund mal ein paar Sporen gemessen, und komme auf eine mittlere Länge von 7,5 my. Also bin ich genauso schlau wie vorher.
Grüße,
Wolfgang
Hier nochmal das Bild vom Pilz verlinkt:
Hallo Thorben,
das Aggragat kann ich bestätigen, aufgelöst ist es noch nicht.
Vielleicht nimmt AlexanderK noch Proben entgegen.
Gruß,
Wolfgang
Düngerlinge?
Hallo Stefan,
für Düngerlinge passt die Sporenpulverfarbe nicht.
Gruß,
Wolfgang
... ein toter Perlpilz, bei dem der Trockenheitsschaden dazu geführt hat, dass besonders die Lamellen röten??
Inzwischen weiß ich, dass der Beleg identisch mit dem Typus zu E. inopiliforme ist.
Hallo Alexander,
vielen Dank für die Info. Dass man scheinbar einen Weg gefunden hat, Bon'sche Typen zu sequenzieren, ist m.E. die beste Nachricht daran. Bisher war mein Wissensstand, dass die Belege von Bon alle zu heiß getrocknet wurden.
Ich werde Kai mal fragen, ob sich die gefundene inopiliforme-Sequenz von ochreooprunuloides unterscheidet. Wenn nein, wären die Namen einfach synonym. Wenn doch, stellt sich für den Feldmykologen die Frage, wie man die beiden Arten unterscheiden kann, da inopiliforme ja scheinbar auch dunkelbraun daherkommen kann.
Grüße,
Wolfgang
PS: Jetzt scheine ich unseren Fund ja auf jeden Fall sequenzieren zu müssen...
Hallo Alexander,
bei der Nr.15 vermute ich Entoloma inopiliforme. Das Bon'sche Taxon ist wenig bekannt und sieht mehr oder weniger wie eine braune Form von E. bloxamii
da ich den Namen inopiliforme nicht kannte, habe ich mal in FE5 und in der Bon'schen Originalbeschreibung nachgelesen. Laut Noordeloos ist bei inopiliforme der Haupt-Unterschied zu prunuloides die Faserigkeit der Huthaut, und nicht die Grundfarbe. Auch Bon beschreibt einen faserigen Hut ("ähnlich einer Inocybe"), und eine gelblich-braune, manchmal sogar olive Hutfarbe.
https://drive.google.com/file/…s4ed8wz-Pyd9KIEzf7xC/view (Seiten 19+20)
Beides trifft auf unseren Fund nicht zu!
"Braune bloxamii", die wir hier ohne Zweifel haben, wurden von Arnolds&Noordeloos "E. prunuloides var.obscurum" genannt, bevor sie nach Sequenzierung zu einer eigenen Art E. ochreoprunuloides umkombiniert wurden.
Falls das Bon'sche Taxon "inopiliforme" wieder gefunden und sequenziert wird, und sich genetisch als identisch zu ochreoprunuloides herausstellen sollte, hätte der ältere Name von Bon natürlich Priorität.
Für unseren Fund würde ich bis auf weiteres bei E. ochreoprunuloides bleiben. Dass darüber hinaus auch eine gelbbraune, faserige "E. inopiliforme" existiert, die genetisch ebenfalls eine gute Art ist, kann natürlich trotzdem sein.
Grüße,
Wolfgang
Ich würde den gelben Knolli als eher harmlos einschätzen, ebenso wie übrigens auch A. franchetii
Beim Gelben gehe ich mit, der wird nach meiner Kenntnis in Osteuropa folgenlos gegessen.
Bei franchetii feht einfach die Erfahrung, wäre also Speisewert unbekannt. Vielleicht gibt es hier ein paar Selbstversuchler?
Grüße,
Wolfgang
Hallo Tami,
auch Du hast einen Beutelstäubling.
Lycoperdon lividum, den Du Grauen Stäubling nennst, ist sehr viel kleiner und wächst auf Trockenrasen.
Gruß,
Wolfgang
Man stößt einmal leicht mit der Spitze irgendwo an und die Pinzette ist nicht mehr so spitz oder gerade evtl. verliert sie sogar eine Spitze.
...ist mir auch einmal passiert. Abbrechen tut sie nicht (nicht die Ausführung aus Edelstahl), aber Verbiegen war ärgerlich genug. Konnte ich wieder gerade biegen, und dann solange mit der Pinzette 1000er Schleifpapier greifen und rausziehen, bis die beiden Backen wieder 100% plan waren. Aber ja, Präzisionsinstrumente müssen auch als solche behandelt werden.
Ich hab' auch ein paar NoName-Pinzetten ausprobiert, aber leider waren da noch deutliche Qualitätsunterschiede. Eine gute Pinzette im Haushalt zu haben ist aber kein Fehler, selbst wenn man das Pilz-Hobby mal aufgibt. Wie gesagt kann man damit auch kleine Zecken oder Spreißel entfernen. Und wenn man sich einmal an Luxus gewöhnt hat...
Das, was in einem billigen Mikroskopierbesteck in Etui als Pinzette dabei ist, ist jedenfalls für unsere Zwecke komplett unbrauchbar. Damit kann man vielleicht im Feld beim Fotografieren einen Grashalm entfernen.
Mit den Rasierklingen mache ich einerseits radiale Schnitte der Huthaut, andererseits löse ich damit einzelne Lamellen aus einem Fruchtkörper heraus und schneide mir dann je nach Bedarf eine dünne Scheibe von der Lamellenschneide (Beurteilung von Cheilozystiden) oder aber ein schmales Rechteck aus der Lamelle (Untersuchung der Lamellentrama bei Saftlingen). Mit den beiden Präpariernadeln zerzupfe ich dann mein Präparat
Sicherlich eine Frage der Arbeitsweise. Eine einzelne Lamelle herauszulösen, mache ich mit der runden Seite der Pinzette, das Zerzupfen mit der spitzen Seite (geschlossene Pinzette auflegen und sich auf dem Lamellenstück öffnen lassen). Das erfordert insgesamt weniger Geschick als mit 2 Nadeln, und geht mit einer Hand, sodass man die 2. Hand frei hat (z.B.wenn ich unter dem Bino arbeite, um den Fokus nachzustellen).
Grüße,
Wolfgang
Hi Benjamin,
ja normaler Edelstahl reicht, aber der Preis bei diesem Anbieter ist leicht über dem Durchschnitt 
Guckst Du z.B. hier:
bioform online shop -> Entomologiebedarf -> Dumont-Pinzetten
Gruß,
Wolfgang
Hallo an alle,
der Gallenröhrling sollte ja eigentlich ein dunkles Stielnetz haben. Aber angesichts der Röhrenfarbe, die bei einem Steinpilz dieser Statur sicher schon oliv wäre, fällt mir auch nichts besseres ein.
Grüße,
Wolfgang
Hallo Dodo,
als Mikroskopierbesteck brauche ich immer nur die Pinzette, selten mal eine Nadel. Da tut's auch eine Stecknadel oder Nähnadel. Bei der feinen Pinzette sollte man m.E. nicht sparen, der Mercedes unter den Pinzetten ist die Dumont Nr. 7. Mit der mache ich auch immer Zecken raus.
Für die Linsen an Kondensor und Okular geht ein normales Mikrofaser-Brillenputztuch.
Nur bei der Frontlinse des Objektivs musst Du sehr vorsichtig sein, weil jedes kleinste Kratzerchen ein Totalschaden ist.
Isopropanol 99% braucht man für eine "Nassreinigung", die macht man besser nicht so oft. Gibts in jeder Apotheke, oft auch in Baumärkten in der Literflasche.
Mit Objektträgern, Deckgläsern und Leitungswasser kann man schon viel machen. Die Lamellen vom Rehbraunen Dachpilz sind ein guter Start.
Grüße,
Wolfgang
Wurde im Feld nicht so genannt, aber passt das?
Hi JanMen,
ja, ich hätte den auch so genannt.
Cuphophyllus berkeleyi hätte eine matte, nicht schwach klebrige Huthaut.
Gruß,
Wolfgang
sehen die Sporen auch etwas anders aus, als die reingelben, die ich bisher als laeticolor s.l. abgelegt hatte, wobei sie schon auch teilweise einen recht großen Apikulus haben. Aber ist ja halt auch ein Aggregat.
ja, von den Sporen her gehören sie wohl in dieses Aggregat.
Ich hatte vorgestern auch so eine Kollektion, bei der das Dottergelb in ein leuchtendes Gelb-orange überging. Mal sehen, wie die Art in ein paar Jahren heißen wird.
Fun fact: der Typus von laeticolor ist eine zinnoberrote Keule aus Kuba. Wenn das Aggregat für Europa genetisch aufgelöst wird, wird vermutlich gar keine der Arten mehr "laeticolor" heißen.
Grüße,
Wolfgang
P.S.: für die Frage, wie Aprikosenfarbene Keulen aussehen, hat Karl in einem Parallel-Thread ein farblich sehr passendes Bild geliefert:
https://www.pilzforum.eu/attachment/574404-06-clavaria-luteoalba29-10-25-krefeld-friedhof-2-jpg/
Also verstehe ich das richtig, Corne, dass die Keule, die so richtig rosa ist bei uns "Gelbweiße Wiesenkeule" (Clavulinopsis luteoalba) genannt wird?
Hallo an alle,
auch wenn die Lateiner wissen, dass luteoalbus übersetzt "gelbweiß" bedeutet: bitte, bitte verwendet NIE diesen deutschen Namen, denn alle gelben Keulen können durch den ersten Frost weiße Spitzen bekommen und sind danach gelbweiß.
Der treffende deutsche Name der Art ist "Aprikosenfarbene Keule", und sie ist immer genau aprikosenfarben. Die anderen gelben Keulen sind dottergelb oder zitronengelb.
Schupfnudel : Du hast keine luteoalba gefunden.
Die lachsfarbene ist eine der von mir oben genannten Clavaria-Arten.
Gruß,
Wolfgang
Deine letzten Keulchen würde ich für luteoalba halten. Da reicht „Orange“ nicht aus. Luteoalba hat einen deutlich aprikosenfarbenen/lachsfarbenen Ton.
Hallo Corne ,
welche Farbe haben Deine Aprikosen?
Ja, Clavulinopsis luteoalba ist immer aprikosenfarben.
Lachsfarbene Keulen wären meistens aus der Gattung Clavaria, z.B. straminea, incarnata, rosea, messapica.
Schupfnudel : hast Du die "umbrinella" noch? Die sollten dringend sequenziert werden.
Deine Nr. 20 mit dem orangegelb könnte einfach helvola sein, die nimmt's mit dem Gelb nicht immer so genau. Ein Blick durch's Mikroskop und Du siehst die Sporen mit fingerartigen Stacheln.
Gruß,
Wolfgang
Hallo Nika,
mein Tipp: Suche Kontakt zu einem Pilzverein in Deiner Nähe.
Im Rheingau-Taunus-Kreis selbst wüsste ich keinen, die nächsten wären m.E. in Bingen (auf der ebsch Seit'), oder in Sulzbach/Taunus.
Im Nabu-Zentrum Rheinauen in Bingen wäre nächsten Samstag Exkursion + Bestimmungsnachmittag.
In Wiesbaden ist chris77 unterwegs, der kennt die hessische Seite besser.
Grüße,
Wolfgang
