Beiträge von Tricholomopsis

Zitat von Schupfnudel

Da ist doch keine abgestutzt, oder?

Melzer habe ich jetzt weggelassen, weil frisch war der Pilz wirklich nicht mehr.

Servus Schupfi,

nein, da sehe ich nichts Abgestutzes. Die Sporen von X. porosporus wurden ja bereits hier gezeigt, deshalb zum Vergleich, was ich mit subtrunkat (X. chrysenteron) meine:

Die Sporenenden, auf die die roten Pfeile zeigen, sind nicht komplett rund, sondern ein bisserl wie bei einem Kastenbrot, also mit stumpfen Ecken. Deine Sporen sehen nicht so aus, aber X. chrysenteron wurde ja eh schon ausgeschlossen. Bei "wirklich" trunkaten Xerocomellus-Sporen sind die Zellwände an den stumpen Ecken verdickt, was dann einen Keimporus vortäuscht. Die Wand zwischen den Verdickungen ist ja nicht dünner als normal (wie beim Keimporus), sondern im Gegentiel dort verdickt und bilden von hinten gesehen eine Art Ringwulst.

Xerocomellus truncatus wurde auch schon in Europa gefunden - im Elektronenmikroskop zeigen sich da Längsrippen und zudem Löcher in der Sporenand. Ich habe Material von Singer aus Nordamerika selber untersucht und auch gerastert - die Streifen konnte man mit Interferenzkontrast und Uni-Optik gerade noch sehen, im Elektronenmikroskop waren sie klar zu sehen, die Löcher aber auch. Aber auch der fällt raus durch die Sporenenden.

Was Melzers angeht - mit frisch meinte ich lebende Sporen. Das wäre also vermutlich noch gegangen. Es wäre aber großer Zufall, wenn es eine der amyloiden Arten wäre (zwei sind beschrieben, eine unbeschrieben plus x, denn wer testet Melzers an den Sporen?).

Pruinatus-Hyphen hättest du auch noch finden können, wenn der Fruchtkörper irgendwie noch lebt (dickwandige, amyloide Hyphen in der unteren Stieltrama). Bekannt sind die bisher m.W. nur von X. pruinatus und X. cisalpinus (müsste aber auch konsequent geprüft werden).

Ich selber bin immer noch sehr zurückhaltend, was makroskopische Bestimmung von Xerocomellus-Arten angeht. Es wurden sicher noch nicht alle Arten beschrieben und es gibt eben doch mehr Mikromerkmale als nur die Sporen allein.

Schade, dass der Fruchtkörper hinüber ist. Bitte bei interessanten Funden immer erstmal trocknen - wenn sich dann niemand findet und man wirklich keinen Platz hat, könnte man später ja immer nich entsorgen. Einen halb vergammelten Pilz aus der Biotonne nachzuuntersuchen macht aber wirklich wenig Spaß (daher danke, Schupfi, dass du mir das ersparst)

Deine Nachbarn dürften Augen gemacht haben. Danke für den Einsatz deines Rufs, um nochmal Fotos zu machen

Liebe Grüße,

Christoph

Servis beinand,

X. cisalpinus sehe ich da ehrlich gesagt auch nicht (makroskopisch). Und X. porosporus kann durchaus auch mal stark blauen. Das würde mich nicht so stören. Um es als solchen abzusichern, würde ich aber gerne typische Sporen sehen, also mit klar verdickter Wand am hinteren Ende. X. chrysenteron hat subtrunkate Sporen, aber eben ohne Zellwandverdickung.

Im Übrigen bitte nicht dem Umkehrschluss verfallen, dass es, wenn es nicht X. cisalpinus ist, deshalb X. prosporus sein müsse. Es gibt eine noch unbeschriebene Art in Europa, die makroskopisch X. porosporus sehr ähnelt, aber keine trunkaten Sporen hat, dafür aber amyloide Sporen (frisch). Getrocknet ist das Merkmal weg. Man sollte bei Xerocomellus immer mit Melzers arbeiten. Auch, um zu prüfen, ob die sogenannten pruinatus-Hyphen im Stiel vorkommen (die z. B. auch X. cisalpinus zeigt).

Ich kann mir den Röhrling aber gerne anschauen, wenn Schupfnudel ihn mir schickt.

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Raphael,

für mich sind die Sporen im Profil gesehen klar warzig / uneben. Rostbraunes Sporenpulver passt auch. Damit wäre ich auch bei einer der dunkellamelligen Naucorien, wobei ich die selber nie in der Hand hatte. P.-A- Moreau ist sicher der ideale Ansprechpartner. Trau dich - er wird es sicher nicht als Belästigung empfinden ;-).

Liebe Grüße,

Christoph

Servus beinand,

beim Nelkenschwindling wäre ich auch (aber eben nur als Vermutung).

Leider gibt es auch Pilze in der Wiese, die für Welpen gefährlich sind. Ich hatte als Pilzsachverständiger eine Hundevergiftung betreut. Der Welpe hat einen Risspilz gefressen. Die Bestimmung war einfach (es war Pseudosperma rimosum s.l., also einer der kegeligen), da der Hund einen Fruchtkörper einer Gruppe gefressen hatte. Durch die schnelle Diagnose Muscarin konnte die Tierklinik, die wenig (keine) Erfahrung mit Pilzvergiftungen bei Hunden hatte, direkt therapieren und den Welpen retten.

Was aber hier klar ist: das ist natürlich kein Risspilz (und Symptome wären dann recht bald eingetreten)

Nelkenschwindlinge enthalten für Pilze recht große Mengen an Blausäure. Inwiefern die Menge für Hunde gefährlich ist, kann ich nicht abschätzen. Vermutlich ist die Dosis zu gering. Ich würde aber wegen der Blausäure auch als Mensch keine Nelkenschwindlinge roh probieren (unabhängig von einer möglichen Magen-Darm-Giftigkeit durch Lektine oder anderes Zeugs).

Liebe Grüße,

Christoph

Servus beinand,

leider konnte ich heute bei der Mikroskopiersession nicht dabei sein - ich hatte sie aber über das BMG-Forum versucht, zu bewerben ;-).

Morgen Abend bin ich dran...Mein Vortrag wird 18 Arten vorstellen (nur 18? Ja, nur 18, dafür hole ich jeweils ein bisserl aus) – dabei wird breit gefächert hoffentlich interessantes und wissenswertes mitgeteilt. So z. B. makroskopische Gattungs- und Artmerkmale, viel zur Mikroskopie (mit vielen Mikrobildern), aber auch zur Systematik und zur Bestimmung per DNA-Sequenz (drei der Arten wurden DNA-analytisch bestimmt). Es werden normale "Großpilze" (Lamellenpilze, Stachelpilze, Schlauchpilze) aber auch "Kleinpilze" gezeigt. Letztere geben makroskopisch oft wenig her, können aber im Mikroskop faszinierend sein. Kurz gesagt: einmal quer Beet anhand 18 ausgewählter Arten (manche sind sehr bekannt, manche sehr wenig...).

Übernächste Woche, am 10. Juni, ist dann Karl Wehr an der Reihe (wisst ihr ja schon). Das "Depot" kennt jeder, der hier aufmerksam im Forum dabei ist. Eine Zusammenstellung von 20 Jahren Kartierung auf der Fläche ist aber sicher für jeden spannend. Ich freu mich schon sehr.

Und am 17. Juni wird Rudi Markones Junipilze vorstellen. Eine bessere Animation, spätestens am Wochenende drauf selber aktiv zu suchen, kann es ja wohl kaum geben. Ich selber werde vermutlich nicht dabei sein können, da ich da meine 51. Sonnenumrundung feiere. Mir ist schon ganz schwindelig vom Herumschwirren...

Die ÖMG bietet gemeinsam mit der BMG am 31. Mai einen Vortrag an - wiede halte ich ihn... es geht um Vela und Lamellenansatz. Das hatte ich hier schon gehalten und die Inhalte werden sich natürlich überschneiden, aber der Vortrag wird sich schon deutlich unterscheiden.

Am 7. Juni werden Till R. Lohmeyer und Ute Künkele über Australien: Pflanzen, Tiere, Pilze, Landschaften referieren. Auch wenn die Pilze nur an dritter Stelle stehen, ist der Vortrag für alle Naturfreundinnen und -freunde sicherlich wärmstens zu empfehlen.

Die Zugangsdaten für den Vortrag morgen sind im BMG-Forum schon online: Digitale Vortragsreihe der BMG - Start am 20. Mai 2021

Infos zu den Vorträgen der ÖMG findet man hier: Onlinevorträge - Termine verschiedener Angebote (nicht nur BMG) (einfach auf den Vortragstitel klicken)

Der Vortrag am 31. Mai wird auch auf youtube übertragen (hidden link, nicht öffentlich) - wer zoom nicht nutzen mag/kann, kann da über youtube mit dabei sein (und über den dortigen chat interagieren und Fragen stellen, nur halt ohne Mikro und Selberreden).

Vielleicht sehen wir uns ja virtuell,

liebe Grüße,

Christoph

Servus Grüni/Kagi,

da ist man mal etwas beschäftigt und weniger online, und schon gibt's Burtseltage... Alles Gute nachträglich

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Sebastian,

ich kann vermutlich nur wenig beitragen, da ich – im Gegensatz zu Ingo – "Omphalina" praticola noch nicht selber gefunden / gesehen habe. Die Originalbeschreibung ist recht kurz und knapp. Jedenfall steht dort, dass keine Schnallen auftreten.

Ich sehe auf deinen Fotos auch keine Schnallen – Schnallen sind doppelte Septen (der Schnallenbogen ist irrelevant), die zum Kerntransport gebildet werden. Rein theoretisch (das nur zur Erklärung) müsste man also zwei Doliporusapparate finden, an jedem Septum einen. Geht lichtoptisch nicht immer, daher nur Theorie. Will sagen: nicht der Auswuchs / die Verzweigung ist entscheidend, sondern das zweite Septum (deshalb ist auch die Aussage "Septen mit / Septen ohne Schnallen" eigentlich nicht wirklich korrekt, denn "die Schnalle" ist ja die Bildung eines weiteren Septums). Bei deiner ersten markierten Vielleichtschnalle sieht die Verzweigung zwar genau aus wie ein Schnallenbogen, aber der berührt die Folgezelle offenbar nicht einmal. Damit kann es gar keine Schnalle sein (man müsste aber gut durchfokussieren, ob im Hintergrund eine Verbindung da wäre).

Die zweite Vielleichtschnalle sieht aus wie eine Verzweigung, die dann parallel an der Ausgangshyphe entlangwächst. Wären die Doliporen groß und das Mikroskop sehr detailreich auflösend, könnte man prüfen, ob da doch ein zweites Septum ist, aber da bin ich skeptisch (glaube das nicht).

Um aber sicher zu gehen, solltest du (was ja auch Wolfgang schon geraten hatte) unbedingt junge Basidienbasen anschauen - da zwei Septen bilden da einen schönen Winkel und sind wenn, dann meist dort zu sehen.

Manchmal sind auch nur in der HDS Schnallen, manchmal nur in der Lamellentrama (je nach Art/Gattung). In der Stieltrama treten häufiger Pseudoschnallen auf, also Verzweigungen, die wie Schnallen aussehen, da die Hyphen hier dicht gepackt parallel wachsen.

Da die Originalbeschreibung ausdrücklich erwähnt "keine Schnallen", wäre das ein wichtiger Punkt.

Das Epispor kann durchaus übersehen worden sein, wenn es sich so früh ablöst. Auf jeden Fall erhärtet das den Verdacht von Sennepilz, dass dein Fund und seiner konspezifisch sind.

Amyloidie kann im Mikroskop sehr schwer zu beurteilen sein, wenn sie schwach ist. Willst du ganz sicher sein, brauchst du im Mikroskop dickere Lagen von Sporen (übereinander) oder noch besser: ein Sporenabdruck auf Glas - makroskopisch mit Melzers geht's am allereinfachsten und sichersten. Ich kann mir schon denken, dass die Sporen nicht wirklich amyloid sind.

Rein von außen betrachtet und die Beschreibungen deutend, wäre ich auch bei "Omphalina" praticola - nach Überprüfen der Schnallen. Meines Wissens wurde der Typus noch nicht sequenziert (müsste mal recherchieren). Wäre spannend, wohin die Art gehört.

Rickenella (weil angesprochen) kann man nicht nur wegen der Sporenform, sondern vor allem durch das Fehlen der Setae / Zystiden sofort ausschließen.

Fayodia und Gamundia schließe ich ebenfalls aus (wurde ja auch schon von Ingo diskutiert). Auch makroskopisch passt das m.E. nicht.

Liebe Grüße,

Christoph

Ah, super, hatte ich übersehen. Danke für den erneuten Link!

Dann passt es ja gut, das ist genau eine dieser Übergangsarten. Dann habe ich vermutlich das gleiche an einer anderen Pyrenopeziza gefunden.

Coole Sache!

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Philipp,

die Basidien sehen sehr nach auricularioiden Basidien aus. Bist du sicher, dass das eine Tremella ist? Ich habe an Pyrenopeziza cf. mercurialis ebenfalls einen Befall gefunden, der nur intrahymenial war. Da hatte ich ebenfalls auricularioide Basidien. Hast du die Originalbeschreibung von Tremella discicola? Sind die Basidien da auch so oder eben doch typisch tremelloid? Ich weiß, dass es Arten gibt, die intermediäre Basidien haben (also mit schrägen Septen, daher fast noch auricularioid), aber hier sieht es schon sehr nach dem klassischen auricularioiden Basidien aus. Mangels schnellem Bestimmungserfolg habe ich meinen Fund erstmal im Fungarium geparkt.

Liebe Grüße,

Christoph

Zitat von nobi

Oder wie es vor kurzem der Psathyrellenkenner Andreas Melzer in einem Statement auf den Punkt gebracht hat.

"Kleiner Hinweis am Rande: Lasst die Finger von der spadiceogrisea-Gruppe. Die schuf der Teufel, an einem Montag."

Schön, dass Du trotzdem an dem Artenkomplex dranbleibst. Ich wünsche Dir jedenfalls viel Erfolg.

Und nachdem Andreas sich +/- von der Mykologie verabschiedet hat, brauchen wir dringend wieder einen Psathyrellen-Spezialisten!

Alles anzeigen

Servus Nobi,

sowas spornt doch eher an. Die Arten sind per Sequenz gut bestimmbar, das heißt man kann Bestimmungsversuche immer (stichpunkthaft) neutral überprüfen und kann also mit Sicherheitsnetz und doppeltem Boden arbeiten. Ist doch ideal. Da gibt es viel schlimmere Artkomplexe

Wenn man akribisch an die Sache rangeht, dann geht sicher mehr, als man denkt. Und ja, es ist gut, dass sich jetzt mehr Leute für Psathyrella interessieren. Ich möchte an die Artikelserie erinnern, die z. B. Josef Christan, Mathias Dondl und Alfred Hussong vorantreiben. In der aktuellen Mycologia Bavarica (ist gerade im Druck, wird am 25.5. fertig sein) werden wieder drei Psathyrellen vorgestellt (darunter Psathyrella ammophila, die in Bayern nachgewiesen ist - aus dem üblen Formenkreis um Psathyrella obtusata s.l.). Hias (Matthias) und Josef sind im Moment sehr aktiv mit Psathyrella dabei.

Hias arbeitet auch molekular - Clavaria: da würde sich ein Austausch sicher lohnen. Ich fange mittlerweile auch an, mir die Arten näher anzusehen, da ich mit Josef und Hias ja zwei gute Leute direkt an der Hand habe, die mir helfen können. Ich kam früher mit dem Kits van Waveren nicht zurecht - dank der aktuellen Arbeiten (auch von Andreas Melzer) geht es deutlich voran.

Also keine Sorge, wir haben genügend Nachwuchs, um sogar eine kleine Gruppe draus zu machen. Vielleicht hast du ja Lust, mitzumachen und den Kontakt zu knüpfen.

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Luca,

wenn du einen Sporenabdruck hast, dann prüf mit Melzers die Amyloidie. Das geht rein makroskopisch, wenn du es auf Glas machst (Papier geht nicht, weil das meist selbst amyloid ist). Bei Papierabwürfen muss man vorsichtig Sporen abfischen und auf einen Tropfen Melzers setzen, dann geht es auch. Direkt auf Glas kann man einen Tropfen Melzers auf einen Teil des Abdrucks geben. Bei Melanoleuca werden das Sporenpulver (blau)schwarz in Melzers.

Liebe Grüße,

Christoph

Lieber Karl,

wir hatten ja schon bei Stefans Vortrag drüber gesprochen. Ich sehe hier Hygrocybe riparia (Teichrand-Saftling) – aber die Bestimmung der roten schwärzenden ist ja noch nocht wirklich geklärt. Da besteht noch viel Nachholbedarf. Dass wir schon,al darüber korrespondiert hatten, hatte ich glatt vergessen (ich werde echt alt). Deshalb schreibe ich es hier nochmal rein, damit ich mich später wieder erinnere, diesen hier schonmal mit dir diskutiert zu haben (Antwort daher nicht nötig, hatten wir ja direkt im Anschluss an den Vortrag).

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Norbert,

der Deine wäre auch für mich Gymnopus dryophilus. Die dünnen, verzweigten Cheilocystiden, die du herausgequetscht hast, passen gut. Man muss da imemr aufpassen, dass man Basidiolen nahe der Schneide nicht mit den Cheilocystiden verwechselt, weshalb man da passend freiquetschen sollte, was du ja gemacht hast.

Servus Matthias,

interessant - vielleicht sind so junge Fruchtkörper noch nicht so stark ausblassend?!

Liebe Grüße,

Christoph

Servus beinand, servus rudi, Jürgen,

als Update: Ich habe den weißen Leccinum, der so schön geschwärzt hat, mittlerweile sequenzieren lassen. ITS bringt ja nichts, weshalb ich tef1alpha, RPB2 und LSU habe machen lassen. Die LSU zickt noch rum, da habe ich kein Ergebnis, wohl aber die anderen beiden Gene. Und da ist es spannend - RPB2 passt zwar auf Leccinum holopus (knapp über 99% Ähnlichkeit mit einer Kollektion, die Kuo als Leccinum holopus s.str. definiert), aber tef1alpha (was ein gutes Gen für Röhrlinge zu sein scheint) weicht deutlich ab. Kuo nutzt die drei genannten Gene kombiniert, um bei Leccinum was zu reißen.

Langer Rede kurzer Sinn: es scheint etwas Neues zu sein (in Bezug auf bekannte Sequenzen bei Leccinum). Die Ähnlichkeit von tef1alpha mit Leccinum holopus liegt unter 97%, da sind L. scabrum und L. roserofractum mit knapp über 97% näher, aber auch noch weit weg. "Rotkappen" liegen bei um die 94% Ähnlichkeit, Leccinellum bei um die 91%.

Es ist also etwas aus dem normalen Birkenpilzformenkreis, keine "Rotkappe" wie Leccinum chioneum oder L. percandidum. Es ist aber sicher auch nicht Leccinum holopus/nucatum und passt auch sonst auf nichts.

Auch die Mikroskopie passt auf nichts - die Sporenmaße sind spannend: im Mittel 17,6 x 5,0 µm, Qm = 3,5 (schwankt zwischen 2,6 und 4,3) - 93 Sporen vermessen, der Fruchtkörper ist wunderbar reif.

Ich warte noch auf die LSU-Sequenz. Jedenfalls ist es wohl eine noch nicht beschriebene Art. Sprich: es kommt Arbeit auf mich zu, den Fund nochmal sauber zu dokumentieren.

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Timm,

ich bin auch ganz klar bei Mycena - mich würde nicht wundern, wenn der nach Schwimmbad riecht.

Liebe Grüße,

Christoph

Zitat von Clavaria

Diese Studie ist ja der Grund für meine Verwirrung

Servus Raphael,

hihi, das wusste ich natürlich nicht. Dann kann ich leider nicht weiterhelfen. Da müssten sich die Schlauchpilzexperten zu Wort melden, z. B. Felli

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Matthias,

sehr schön, was du wegen der Hygrophaneität zeigst - passt wunderbar. Und ja, dein neuer Waldfreund ist sicher auch Gymnopus aquosus - die Cheilozystiden passen nicht auf G. dryophilus. Achte auch mal auf die Stielbasis / die Farbe des Basalmyzels. Daran kann man Gymnopus aquosus auch oft gut erkennen (direkt im Gelände). Ich spoiler aber nicht, damit du wertneutral die Farbe prüfen kannst.

Für Gymnopus alpinus sind Sporen bis 7 zu kurz (solltem bis 8,5 µm lang sein). Bis 7 werden sie auch bei G. ocior. Vielleicht ist es doch nur ein aberrant dunkler Gymnopus ocior, wie ja schon vermutet wurde. Ich habe den Farbton nur noch nie so bei dem gesehen und bin daher noch immer etwas skeptisch. Deine typischen G. ocior und G. auqosus hingegen sind m.E. völlig klar.

Jetzt musst du nur noch den echten G. dryophilus finden. Der kommt aber meist deutlich später, gerne erst im Herbst, auch im Sommer, aber im Frühjahr m.E. nur als große Ausnahme (jedenfalls bei mir ums Eck). Was aber bei mir schon fleißig fruchtet ist Gymnopus hariolorum, aber der ist natürlich eine ganz andere Baustelle und gehört nicht zu den Waldfreunden im engeren Sinn.

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Felli,

danke für's Herbeirufen ;-). Schade, dass auch bei der zweiten Kollektion die Stielbasis einfach weggeschnitten wurde. Es wäre nicht schlecht, zu sehen, wie an der Stielbasis das Velum universale aussieht.

So früh im Jahr und im Wald kenne ich vor allem Agaricus altipes var. veneris (wie er früher hieß - ist auch keine so einfache Gruppe). Aber dafür ist der Pilz viel zu massiv und er gilbt schon sehr deutlich. Die doch sehr früh so rosa Lamellen würden schon dahin deuten, aber da passt sonst nichts so recht.

Das starke Gilben und der doppelte Ring sprechen für einen der Karbolis i.w.S. oder der Anisegerlinge i.w.S.

Agaricus arvensis kenne ich nicht sooo stark schuppig und auch nicht im Wald. Und wenn es einer der Anisegerlinge ist, dann ist die Bestimmung mit klassischer Methodik im Moment sehr schwierig bis nicht/kaum möglich.

Bei den Karbolis passt irgendwie nix, was die Hutoberfläche angeht.

Bleiben, wegen des massiv-gedrungenen Habitus' die Spissicaules i.w.S. - aber ohne den ganzen Pilz zu sehen, ohne Stielbasis (wurzelnd, nicht wurzelnd, mit deutlichen Rhizomorphen oder ohne) Egerlinge makroskopisch am Foto bestimmen zu wollen - schwierig.

Daher muss ich leider völlig passen und sage auch nichts zur Sektion. Man kann nur Manches ausschließen (wie die Minores, weil die nur einen einfachen Ring haben oder einige der Wiesenegerlinge i.w.S., die auch keinen so ausgeprägt doppelten Ring haben und natürlich ist es keine der rötenden Arten). Mehr aber geht so leider nicht.

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Raphael,

ich empfehle dir dringend folgende Studie: AscomyceteOrg 11-06 309-334.pdf

Es gibt da eine ganze Reihe von Arten.

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Matthias,

der erste ist schon sehr dunkel und mir fehlt der warme Rotton von G. ocior. Gymnopus alpinus sieht so aus. Die Sporten wären ein bisserl größer als bei Gymnopus ocior.

Beim zweiten sehen die Cheilozystiden sehr anch Gymnopus aquosus aus. Mehr keulig, nicht so chaotisch. Auch die Hutfarbe und die frühe Erscheinungszeit würden doch passen. Gymnopus ocior sehe ich da gar nicht. Der ddritte hingegen sieht für mich sehr typisch für Gymnopus ocior aus. Viele Cheilocystiden sind keulig/kopfig wie bei G. aquosus, aber dazwischen sind auch wieder welche, die verzweigt und chaotisch sind. Gymnopus ocior hat gerna auch mal ne blassere Hutmitte, aber zum Hutrand bleibt der dunkle, rotbräunliche Ton. Gymnopus aquosus hingegen ist am Hutrand blasser als in der Hutmitte (ich meine nicht den alleräußersten, hellen Saum, sondern generell Randbereich vs. Hutmitte).

Gymnopus dryophilus sehe ich bei keinem der drei - die Cheliozystiden passen nicht.

Ach ja, wie schon geschrieben wurde, blasst Gymnopus ocior am wenigsten aus (kaum hygrophan), Gymnopus alpinus ist gar nicht hygrophan, die anderen der G.-dryophilus-Gruppe blassen beim Trocknen aus.

Für mich anhand der Datenlage also:

1. Gymnopus spec.

2. Gymnopus aquosus

3. Gymnopus ocior

Liebe Grüße,

Christoph

Lieber Jan-Arne,

auch von mir alles Gute zu deinem Burtseltag. Ich hoffe, du hast trotz der Corona-Umstände zumindest ein bisserl feiern können.

Liebe Grüße,

Christoph

Servus beinand,

als kleines Update:

Auch Karl W. hat dankenswerterweise einen Vortrag für uns vorbereitet. Er wird am 10. Juni über 20 Jahre Pilzkartierung in seinem "Depot" berichten. Darauf bin ich auch schon sehr gespannt.

Ich habe die Zugangsdaten von Stefans Vortrag auf der BMG-Seite veröffentlicht: Digitale Vortragsreihe der BMG - Start am 20. Mai 2021

Ich bin schon sehr gespannt und natürlich auch neben Elisabeth auch viele weitere ZuhörerInnen gerne gesehen.

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Raphael,

das Foto in Baumwollblau zeigt ja bereits das Exospor, v. a. bei der dritten Spore von oben. Ich denke, der Fruchtkörper ist noch deutlich zu unreif.

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Raphael,

für mich ist das ganz typisch Gymnopus ocior - die dunkle, kastanienbraune Hutfarbe ist typisch. Die Lamellenfarbe ist sehr variabel, von weiß bis gelb, der Hut aber immer so wie von dir gezeigt.

Die Protostropharia ist klar Pr. dorsipora. Sehr schön! Hast du mal den Geruch getestet? Lamellen zerdrücken und dann riechen... sollte nach Mehl riechen bzw. war so bei meinen bisherigen Funden.

Liebe Grüße,

Christoph

Servus Kauz,

das ist eine Protostropharia. Eseldung ist interessant, da gibt es wenig Aufsammlungen. Wenn du sie mir schickst, bestimme ich die gerne auf Artebene. Ich befasse mich mit der Gattung und schaue die immer sehr gerne an. Vor allem, wenn es Kollektionen sind, die nicht von Kuhfladen sind. Falls du beim Zerdrücken der Lamellen Mehlgeruch wahrnimmst, kann es Protostropharia dorsipora sein.

Liebe Grüße,

Christoph