Hi Steve, i cannot tell you what this is neither, if T. helvelloides could be an option, ripe fruitbodies should look like this beneath the microscope, you could compare in case. Kind regards, Ingo
Ps: personally I rather not think it is tremiscus. I have no other idea unfortunately. So i am looking forward to how it develops!
wurden sie dann im Topf schon schleimig. Angeblich soll es helfen, die Huthaut abzuziehen. Aber das steht in keinem Verhältnis zum Aufwand!
Danke für die Warnung
damit ist das Thema für mich durch… 
@ Schupfi die gelben Flocken habe ich kaum bemerkt, die haben mich mangels Kenntnis nicht gestört…Du könntest damit schon Recht haben so im Nachhinein sind sie schon auffällig.
Lg Ingo
PS: traut sich jemand noch was zum Letzten zu sagen?
Servus Schupfi, du hast doch mittlerweile einen Lupensatz: tu dir den Gefallen und werf den Borstenscheibling mal drunter! Du wirst es nicht bereuen;) 
LG Ingo
Hallo Corne, danke für deinen Erfahrungsbericht! Ich kann mir gut vorstellen dass auch mich eine süßliche Note stören könnte. Wie war’s mit der Schleimigkeit im gekochten Zustand? In der Hand war der vollkommen trocken- sonst wär ich gar nicht auf die Idee gekommen. Da bin ich empfindlich- Maronen zB kann ich nicht essen. Lieben Gruß Ingo
Servus zusammen, nachdem viele von euch ja immer noch schöne Funde machen, hab ich nochmal Motivation gesammelt gen Süden zu fahren um einen Spaziergang auf einer Hochebene bei Greding in der Oberpfalz zu unternehmen. Zwischen den Feldern fanden sich immer wieder kleine Wiesenabschnitte die vermutlich aufgrund geringer Bodenauflage über den Riffkalkbänken nur extensiv genutzt werden. Sicherlich ist aufgrund der nahen Felder schon mit einem gewissen Stickstoffeintrag zu rechnen, sodass ich keine große Hoffnungen auf Saftlinge oder dergleichen hatte- die gabs auch nicht- aber doch ein paar abwechslungsreiche Sächelchen. Los gings mit mehreren großen Hexenringen von Lepista panaeolus und personata, die ich nicht photographiert habe, da sie dieses Jahr einen Lauf gehabt zu haben scheinen und ich sie schon genug ablichten konnte- die letzten Jahre habe ich bewusst gesucht und nie gefunden, dieses Jahr waren die Lilastiele überall. Am Parkplatz, am Bolzplatz, am Wegrand, auf der Verkehrsinsel, crazy.
Doch ein Photo wert, und ein Erstfund, waren diese Schmierröhrlinge unter Fichte und Kiefer, die ich für ringlose Butterpilze (S. collinitus) halte:
Interessant fand ich dass sich die Poren auf den Stiel herunter ausdehnen
Vermutlich ein Hasenstäubling (Lycoperdon utriformis)
den gabs auch spätern nochmal in Gelb:
Lecker roch, wenn auch nicht ganz so intensiv wie der Marzipanfälbing (meine Nr 1 der Pilzgerüche bisher): der Marzipanschneckling unter Fichte, leider ein Einzelexemplar, sonst hätt ich ihn gern mal gekostet:
Mycena pura s.l. mit tollen violetten Stielen:
der Kaffee Gabeltrichterling (Pseudoclitocybe cyathiformis) mitten auf der Wiese?! gibts doch gar nicht. Eher doch ein Rötling mit seidigem Glanz. Leider nicht eingesteckt. Achja da fällt mir ein viele viele Weichritterlinge gabs auch, die ich nicht abgelichtet habe.
Gezonter Adermossling (Arrhenia spathulata) klein aber fein:
Goldmistpilz (Bolbitius vittelinus) im 70er Bob Stil, schon ein bisschen der Lack ab:
Und zum Schluss einer, der mir sehr gut gefallen hat wegen seinen extrem entfernt stehenden Lamellen und dem gelbroten Stiel. Da sie leicht gescheckt waren denke ich es sollte ein Düngerling (Panaeolus) sein; mit den Sporenmaßen könnte sogar der gewöhnliche Heudüngerling gut passen. Wobei ich nirgends Aufnahmen mit so entferntstehenden Lamellen finden konnte... LBM oder doch L(B)MAA? Aber ja, vieleicht hat ers halt gern luftig unter den Achseln?
Cheilozystiden
gibts eigentlich noch Bowlinghallen in Deutschland? ich war seit Jahrzenten nicht mehr
Sporen:
(12.1) 12.8 - 14.1 (14.4) × (6.7) 6.8 - 8 (8.2) µm
Q = 1.7 - 1.9 (2) ; N = 18
Und da war sie auch schon wieder weg die Sonne
Habe die Ehre,
Ingo
Aha also doch eine Milbe, na die waren dann wohl gerade auf Exkursion… war keine zu Hause als ich nachgesehen habe. Die orangenen Strukturen sollten dann also „Erineum“ sein, wenn ich das richtig verstanden habe, durch die Milben induziertes pflanzliches Gallgewebe in dem die kleinen Pimpfkes heranwachsen.
Danke für den Tip.
LG Ingo
Ps: hier ist schön die Entwicklung übers Jahr dokumentiert. Ganz unten sind die Bewohner abgebildet. Sie haben ein extrem reduziertes Design: ein Schlauch mit ein bisschen Besteck vorne dran, das war’s.
Hallo Björn,
Diese relativ kräftigen, orangenen Gebilde sind tierischen Ursprungs.
interessant was das wohl ist? es sind für mich keinerlei „Organe“ oder „Eistrukturen“ zu erkennen und dann war da dieser offensichtliche Stiel.. ob das vielleicht von Bakterien hervorgerufen wird 
Na ich werd nochmal reinschaun falls mir sowas wieder über den Weg läuft, falls es ein Mehrzeller ist könnte man den ja mal mit Glück erwischen in den orangen Gebilden.
Grüße Ingo
Hallo Ingo, danke fürs markieren der Haken. Puh das find ich echt schwer, ich hätte geglaubt es muss da wirklich so beulenartige Ausstülpungen über ein Septum, ähnlich der Schnallen haben... Na beim ganz rechten Pfeil kann ich das nachvollziehen. Da muss ich noch viel üben und werde euch weiterhin um Rat fragen damit ich das hoffentlich irgendwann mal hinbekomm.
.
> Somit dann C. subherbarum? oder kommt noch was anderes infrage, Deiner Meinung nach?
LG Ingo
Servus zusammen, angeregt durch Thorben's Empfehlung bin ich gestern mal an die Pegnitz um Bestände von Japanknöterich, Springkraut, Brennessel und Goldrute nach Ascomyceten abzusuchen. Nach drei Stunden im Nieselregen und exakt 0 Bechern bin etwas missmutig wieder nach Hause getrottet. Als Übersprungshandlung habe ich aus dem Erlenlaub an meinem Fahrradparkplatz noch einen Rost und einen verschimmelten Springkrautstängel eingepackt. Mehr aus Trotz und weil ich eh die Calycina von letztens nochmal mikroskopieren wollte damit sichs ein bischen lohnt alles aufzubauen (ich habe leider keinen Platz wo ich das Teil stehen lassen könnte und muss immer alles auf und abbauen, was mit der Fotoausrüstung doch schon ein rechter Auffwand ist). Na aber es hat sich gelohnt, die Vergrößerung hat meine Laune schlagartig verbessert, denn so vermodert und melancholisch wie die vergammelte Botanik daherkommt, so hübsch ist sie doch im Inneren. Eine Identifikation habe ich aufgrund fehlender Literatur erst gar nicht versucht, aber vielleicht gefallen sie euch ja auch ohne Namensschild an der Tür-
Ein Rost an Erlenblättern
die knubbeligen Bäumchen erinnern mich irgendwie an ein junges, basttragendes Geweih
"Schimmelpilz" unbekannter Gattung an Drüsigem Springkraut oder wars doch ein Knöterich? meine Erinnerung gibts nicht mehr her (gibts eigentlich einen Gattungsschlüssel für "Schimmel"? um "ihn" wenigstens in eine ganz große Schublade packen zu können?)
beim Blick durchs Okular fühl ich mich als wär ich in Woodstock 
es lebe der Verfall! schönen Abend
Ingo
Hallo Namensvetter,
Aha die hatte ich nicht gefunden, da sind die Vakuolen ja auch kleintropfig.
*Zitat Ingo W: Wenn du Lugol genommen hast (nicht MELZERs!), und der Apikalring wird niedrig konzentriert blau, dann kann das Rot tatsächlich noch folgen, wenn die Konzentration sich erhöht.
> Habs nochmal probiert, habe nur Lugol, diesmal nicht in Wasser sondern in reinem Lugol gebadet, hat nicht gereicht - wurde wieder nur blau.
Ist das Substrat wirklich sicher? Ich weiß, die Rubus-Ranken können manchmal ziemlich täuschen, aber ich würde hier eher sowas wie Rainfarn oder so sehen.
Ja, in dem Fall bin ich sicher weil ichs vom Himbeerstrauch abgerissen habe, das Endstück war noch dornenbewehrt.
*Zitat Ingo W: Mach mal die Hakenfrage, da kannst du auch mit Kongorot ran für das bessere Auffinden.
> Wäre ne Idee gewesen, ich hab das so drin, dass ich Ascos nicht färbe ausser mit Lugol da hab ich das gar nicht in Betracht gezogen...na jetzt isses zu spät, mit einer kleinen Restunsicherheit die meiner mangelnden Erfahrung geschuldet ist, bin ich der Meinung keine gefunden zu haben. Verbessert mich gerne wenn ihr doch welche seht.
Bilder:
Excipulum
Basis junger Asci, mMn Haken-
*Ps: entschuldigt das Layout, ich komm mit der Forensoftware nicht zurecht, beim "teil-"zitieren haut es mir immer wieder alles aus dem grau hinterlegten raus, das Spiel hab ich ein paar Mal mitgemacht, jetzt hatte ich keine Lust mehr
Grüße nach Sonneberg (wo ich schändlicherweise no nie war, obwohl der Regionalexpress, denn ich jahrelang täglich gefahren bin dort hinfärt. Das muss ich mal nachholen)
Ingo
Oh dass daran sogar so viele vorkommen hätt ich ja nie gedacht! Danke für den Tip da schau ich mir mal welche an wenn ich einen geeigneten Standort find 
Klasse! Ingo
Hi Thorben,
Bitte schaue dir mal die Antwort von Zotto an, die er mir auf Ascofrance (Siehe hier) gegeben hat. Ich war mir auch unsicher bezüglich der blauen Iod Reaktion, aber Zotto konnte weiterhelfen.
Ah ok, du warst da also auch unsicher... danke fürs Nachfragen:) da hab ich ja sogar richtig geraten, dass es an der Konzentration bzw an der Verwendung von Melzers liegen könnte. Dann passt das ja. Falls sie am Wochenende noch nicht verschimmelt sind schau ich vielleicht noch mal rein ob ich ihnen noch ein Rot entlocken kann mit entsprechend starkem Stoff. Und nach den Klauen schau ich auch nochmal, bei deinem C. subherbarum sind sie ja wirklich gut zusehen. Mich hat erstaunt dass du die an Goldrute gefunden hast, bei mir wächst Solidago nur an richtig trockenen Standorten wie Bahndämmen etc. - brauchen die Becher nicht mehr Feuchtigkeit?
LG Ingo
Hallo nochmal, also in die Richtung scheint es schon zu gehen, denn auch mikroskopisch ist das schon mal ähnlich. Es passt aber nicht alles, ich versuche mal die strittigen Punkte zu diskutieren:
1) Substrat: FotE schreibt Vorkommen an "herbaceus stems and leaf petioles mainly urtica" also krautigen Pflanzen wie Brennnessel <> Jürgen Marqua hat eine Kollektion an Salix dokumentiert, scheint also doch mit verholzenden Substraten zurecht zukommen
2) Sporen enthalten Öltropfen, bei Ingo W. jedoch wenige große, ich fand eher mehrere kleine <> ähnlich Thorbens Kollektion 1
(12) 12.5 - 15.4 (15.9) × (2.5) 2.6 - 3 (3.2) µm Q = (4.2) 4.6 - 5.6 (6.2) ; N = 20
3) der Ascusporus soll mit Iod rot reagieren, bei mir wars definitiv blau... allerdings weiss ich nicht ob ich mit dem Lugol vielleicht zu sparsam war, denn ich habe es nur runtergesaugt und nicht die Gewebeproben darin eingeweicht <> das scheint mir allerdings bei Thorbens Kollektion 2 an Springkraut auch so zu sein.
4) Interessanterweise scheint er auch Konidien bilden zu können und das in meiner Kollektion auch reichlich zu tun (siehe Pfeile)
cave: ich bin nicht sicher ob alle herumfliegenden Konidien auch wirklich vom Becher kommen, einge Schimmelhyphen siehe Bild 2 waren schon auch drin nach einer guten Woche in der Tupper. Aber einige sind ja definitiv inflagranti gerade am Abschnüren erwischt.
Das sieht man übrigens auch auf Thorbens Kollektion 1 (Bild 1.4) sehr gut. Bei J Marqua sieht man's auch, er erwähnt es aber nicht, bei I. Wagner sind keine zu sehen.
Tja ob das jetzt wirklich alles die selbe Art ist wage ich nicht zu beurteilen. J Marqua erwäht C. subherbarum, die Haken haben soll (ob das zur Abtrennung ausreicht?). Ich hab eher keine gefunden tu mich damit aber auch schwer.
Viele Grüße Ingo
Servus Nobi und Thorben, danke euch für den Tip. Den hatte ich sogar gefunden, dachte aber irgendwo gelesen zu haben dass der an nicht verholzenden Gewächsen (wie Brennnessel) vorkommt? daher hatte ich ihn hier verworfen. So makroskopisch passt der aber schon sehr gut! Ich schau mir das heut Abend mal genauer an. Merci einstweilen!
Hallo zusammen, vielleicht könnt ihr mir helfen auf die Gattung zu kommen? Das folgende weisse Becherchen fand ich an einem toten Rubus-Zweig in Bachnähe (feucht aber nicht aquatisch). Die Fruchtkörper sind ungestielt, unbehaart, weiss, trocken angedeutet becherförmig, nass eher kissenförmig, mehr oder weniger altweiss (ohne Gelb-, Grau- oder Grünstich) und bis maximal 1mm groß. Ich finde nix passendes... eine Mollisia so ganz ohne Graustich?
Danke für eure Vorschläge, wo es sich lohnen könnte zu suchen.
Mikroskopiert wird natürlich noch, aber ich hätte gerne einen groben Plan wohin es gehen könnte..
Merci schon mal, Ingo
but both classical and statistical use the formula
(Min) Range (max) while I wished (min) mean (max).
oh sorry, than I didnt understand it right , i couldnt try it myself as i am not home
It would be great if Pixmetere can allow formatting of the formulas. I really like a simpler (min-) mean (-max)
That is possible, Steve! it is called "formule classique" and you can change it in the menu, where it says "formule dimensionelle" , clic on it and it changes to "formule classique"
(Statistically it is less exact though, as explained in the manual)
LG Ingo
Yes Björn, I am absolutely with you there and this of course is not the intention of this forum, thats what there are lectures for.
Yet also as an amateur it would be nice to have a basic idea of whats going on
so I am not so easily pulled over the table... Ok, ok I better shut my mouth now. Good night,
Ingo
Hi Björn, I am a little disappointed by your comment I must admit. Before writing my comment I thougt about instead posting your name here to call you, as you are to my knowledge the one with most experience in the mathematics/physics field here in this forum. I didnt because I thought if you would have liked to answer you probably would have done so in the meantime und thus either are busy with other things or simply didnt want to, which also is ok. So actually I took the time to look it up and tried to explain it in a simple way, as I understood it (not beeing an mathematician and not talking english after highschool years).
The term is of course not erroneous (neither is it "right") it is an approximation on reality as one does not want (and cannot) measure all spores of a fruitbody plus the error of the measurement itself. So all we can do (and Piximetre does) is give a certain probability (e.g 95%) that spore sizes are within certain limits.
For you reading these statistical terms might be like reading soccer charts for someone else, yet for people not involved in this field it might be hard to understand. Which of course is due to insufficient education of statistics at school, but thats another problem. So what I am a bit sad about is you posting the link to the statistics (again) and write that if one does not understand it one should leave it or it will be crap. Which is ok as an opinion but doesnt get us any further and also I think this forum lives from sharing knowledge. I speculate you probably are confronted with crap statistics in papers everyday making you angry which led you saying so. I just had wished you let us participate a little of your knowledge and tell Steve something like "look thats the reason why these limits are correct even if they seem large" or at least "read this chapter on statistics in Wikipedia it might help you understand the term".
Kind regards, Ingo
Hallo Peter, wenn du einen einigermaßen verlässlichen Geruchssinn kannst du das riechen. Wenn frisch, dann mild angenehm würzig, wenn die überständig sind kommt eine zuerst stechende dann gammelige/ urinartige Komponente dazu. Liebe Grüße Ingo
Servus nochamal, ich habe mich also mit den gelben Keulchen auseinandergesetzt.
Die Große war aufgrund der knubbeligen Sporen schnell als Goldgelbe Wiesenkeule (Clavulinopsis helvola) festzumachen.
Die kleinen haben mich ganz schön genarrt. Ich habe von ihnen insgesamt drei FK mitgenommen. Zwei davon zum Aussporen gelegt und eine im Kühlschrank zur Mikroskopie des Hymeniums gelagert. Von den Sporlingen hat sich eine verweigert (zu schnell vertrocknet) die andere hat gut gesport.
Beim Anschaun dann die Überraschung: auch wenn die Keulchen die gleiche Farbe hatten und aus dem gleichen Cluster kamen hat sich doch eine weitere Art darunter gemogelt, denn die Sporen des FK aus dem Kühlschrank waren ganz anders! Die aus dem Kühlschrank würde ich wegen ihrer knubbeligen Sporen auch für C. helvola halten. Bei der, die ausgeport hat habe ich keine Ahnung.
nochmal zur Erinnerung der Fundort der kleinen gelben Keulchen (Länge etwa 2,5cm):
die hier halte ich wegen der kubbeligen Sporen für C. helvola
würde auch von den Sporenmassen ca passen (halt kein Abwurf)
(5.9) 6.2 - 6.9 (7.9) × (4.8) 5 - 6.3 µm Q = 1 - 1.3 ; N = 12
und hier die Sporen aus dem Abwurf: spindelförmig, mit endständigem Apiculus (nicht exzentrisch!) und zentralem Öltropfen:
(6.8) 7 - 7.9 (8.5) × (3.4) 3.7 - 4.3 (4.4) µm Q = (1.6) 1.7 - 2.07 (2.1) ; N = 16
von den in FotE aufgeführten Arten passt von der Sporenbeschreibung keine.
Hat jemand von euch eine Idee was das sein könnte?
Viele liebe Grüße und einen guten Start in die Woche,
Ingo
Hi Steve, I just came across your post from oktober… I also noticed this, when i measured only few spores and remebered their size. I don t think the makers guessed it arbitrary, and suppose they did some comparison with analogue measurements to define the width. Yet i also think for measurements with an 100x objective it could be a bit much. (It uses the same „extra“ range for all objectives- or can one atribute it seperately?)
I just downloaded the manual and will try to make it through with my rudimentary french, will tell you if i find somerhing out.
Another thing i noticed was that measurements in the periphery tend to be a bit larger than in the center. I guess it might be due to the sphaerical abberation of the objective lenses, as the pixel density on the cam sensor sholuld be equaly distributed.
So i think i is more accurate to measure in the center of two or three pictures to get a reliable n= than measure like 20 items on one picture.
Kind regards
Ingo
Update: I found the Formula how spore range is calculated and some other interesting things here in the 3rd pragraph: in short, as I understand it, the correction exceeding min and max you noticed should be a compensation for the lacking gaussian normal distribution when examining only a little part of the total spore print* and is calculated out of the value variability of your actual measurements (I dont know if this is the mathematically correct term). It thus is not a constant (eg. 0.5µm). Unfortunately there seems to be no option to adjust this foramula within piximetre, if you think it exceeds the good.
*(maybe if you select a part farther in the back of your slide spores are more mature and thus bigger and so on.. and you dont selcect spores to measure arbitrary on your slide but you take a picture of say 40 spores side by side in the same area)
I hope this sheds some light on whats going on, at least
Cheers Ingo
Servus Wastl, vergleich mal mit dem beringten Flämmling. Liebe Grüße Ingo
Merci Werner, dann werd ich’s nicht erfahren, denn beides war in Wurzelnähe, wenn auch die Fichte näher. Danke für deine Einschätzung!
Ingo
Danke fürs Mitgehn und Eure lieben Kommentare!
Beeindruckend, deine Annäherung an die Raupe, Frank! Ich hätte nicht mal ein Beinkleid bemerkt.. auf die Umgebung habe ich leider gar nicht geachtet und habe sie auch nicht heruntergenommen unter ihrem Schirm. Aber dass dort Klee wuchs könnte ich mir gut einbilden
Kennt sich jemand mit Schnecklingen aus und möchte was was zum 4. Pilz von hinten sagen? Könnte H. unicolor hinkommen?
einen schönen Start in die kurze Woche,
Ingo
