Beiträge von Clavaria

Hallo Björn

Also ich bin zwar kein Experte in der Gattung, aber Samthäubchen sind ein Hobby von mir.

Habe keine Einwände gegen deine Bestimmung.

Gruss Raphael

Hallo Björn

N. subconspersa sollte eigentlich nie gerieft sein, auch feucht nicht. In der FN steht nichts dazu, Ludwig und PdS sind sich aber einig.

Hast du den Geschmack geprüft? Es gibt ein paar stark bittere Arten, wenn das zutrifft wäre es viel einfacher.

Gruss Raphael

Hallo Uwe

Ja, ich denke mit den gekerbten Lamellen fällt C. cedretorum wohl raus.

Allerdings habe ich nirgends explizit erwähnt gesehen, dass die Lamellen glatt sein sollen.

Naja, zu der Art ist Ludwig meine einzige halbwegs verlässliche Quelle. Dort ist zur Schneide gar nichts erwähnt.

Die Beschaffung von Cortinarius-Literatur steht bei mir noch aus, vielleicht nächstes Jahr.

Ich werde es wohl als C. elegantior mit untypischer Hutfarbe stehen lassen.

Nach einem Tag im Kühlschrank haben sie übrigens nachgedunkelt, die Farbe passt jetzt viel besser.

Danke für die Hilfe!

Lg, Raphael

Hallo Thorben

Cystolepiota adulterina passt eigentlich ganz gut. Oder auch hetieri, falls er bei Berührung rötet.

Gruss Raphael

Hallo Uwe,

Die Lamellen sind deutlich schartig, ja.

Mit KOH habe ich nochmal alles durchgetestet:

Reaktion auf Huthaut:

Fleisch im Hut und in der Knolle:

Knollenrand:

Viele Grüsse

Raphael

Hallo Uwe

Habe den KOH-Test gerade gemacht. Ich würde die Reaktion als negativ bezeichnen, das Knollenfleisch verfärbt sich kaum.

Etwa gleich wie auf dem Schnittbild oben im Hutfleisch (diese zwei Dellen waren auch 3% KOH).

Für C. elegantior fehlen mir die gelb bis ockerbraunen Farben an Hut, Stiel und im Fleisch.

Die Farben gingen eher ins grünliche, die Farben bei meinem Fotos stimmen recht genau.

Wäre das nicht untypisch für C. elegantior?

Manchmal bereue ich nicht, dass ich bisher um Phlegmacien einen Bogen gemacht habe...

Ich habe eine leichte Farbfehlsichtigkeit. Kann sein dass ich Grüntöne vermute, wo gar keine sind.

Wird deshalb wohl nie meine Lieblingsgattung sein.

Gruss Raphael

Zitat von MaldivesMaren

Giftpilze riechen ja oft wirklich so eklig, dass man freiwillig sowieso nicht reinbeißt.

Hallo Maren

Der Geruch ist nun wirklich das letzte Merkmal, um ganz allgemein Giftpilze von Speisepilzen zu unterscheiden.

Die meisten Giftpilze haben keinen unangenehmen Geruch.

Der Gifthäubling riecht mehlig, nicht speziell unangenehm. Andere Pilze mit dem gleichen Geruch sind gute Speisepilze.

Wer nicht wirklich viel Erfahrung mit Pilzgerüchen hat, kann das schnell mal als "angenehm würzig" abtun, wie es im Buch steht.

Vor allem in der Hoffnung auf ein leckeres Pilzgericht.

Anderes Beispiel:

Grüne Knollenblätterpilze riechen angenehm nach Kunsthonig und schmecken mild, nussartig.

Es gibt Berichte von Personen, die versehentlich welche gegessen haben und das überlebt haben. Er soll sogar recht schmackhaft sein.

Also bitte... nicht nur an den Pilze riechen, sondern lieber einem Fachmann zeigen.

Gruss Raphael

Hallo Christoph

Ja, das ist schlussendlich auch mein Verdacht.

Frost gab es zwar nicht: Fundort auf ca. 1000 m.ü.M., Temperaturen gingen kaum unter 5°C.

Schnallen habe ich trotz gründlicher Suche keine gefunden.

Aber die Fruchtkörper können ja auch aus irgend einem anderen Grund fehlgebildet sein.

Ich trockne sie mal, und die nächste typische C. viscosa werfe ich auch mal unters Mikroskop zum Vergleich.

Gruss Raphael

Hallo zusammen

Hier ist jetzt gerade so richtig viel los. In manchen Wäldern muss man schauen wo man hintritt.

Ein paar interessante Funde:

1: Conocybe siliginea:

Ein Samthäubchen mit mittelgrossen Sporen, ohne lecythiforme Kaulozystiden und 1-/2-sporigen Basidien.

2: Lentinellus flabelliformis:

Die Art ist in dem Wald recht häufig, ist eigentlich jedes Jahr auf dem Programm.

Der Unterschied zu L. micheneri ist mir nicht ganz klar, oft werden die beiden Arten zusammengelegt.

3: Psilocybe subcoprophila:

Wuchs auf Pferdemist, wie es sich gehört. Die riesigen Sporen (es gab welche bis 23µm) lassen m.E. keine andere Bestimmung zu.

4: Tricholoma stiparophyllum

Geruch passte, Schnallen waren auch zu finden. Und natürlich Birken in der Nähe.

5: Cortinarius elegantior cf. cedretorum

Ökologie: Nadelmischwald mit Fichten, Kiefern und Weisstannen. Im Gras am Waldrand.

Den Geruch zu betiteln fällt mir schwer, irgendwie etwas süsslich, nicht sehr stark.

6: Cortinarius cf. tortuosus:

Diese Telamonia müsste eigentlich weisse Velumreste am Rand haben.

Ich war aber nach starkem Dauerregen unterwegs, daher darf man da wohl ein Auge zudrücken.

Der ähnliche C. evernius sollte eher eine verjüngte Stielbasis haben, sonst schwer zu unterscheiden.

Für C. tortuosus spricht auch der Stiel, der an den meisten Fruchtkörpern etwas gedreht ist.

7: Ramaria sanguinea:

Leicht zu erkennen an den weinroten Flecken am Strunk. Es sind keine Verletzungen oder Druckstellen.

Die Farben sind auf dem Bild völlig daneben, eigentlich waren die Äste schön zitronengelb.

Vielleicht mache ich heute nochmal ein besseres Bild.

8: Sarcodon fuligineoviolaceus

Wunderschön violett im Schnitt. Leider nur ein bescheidenes Exemplar.

9: Tricholoma aurantium

Massenpilz in wunderschönen Gruppen.

10: Pleurotus dryinus

Eigentlich nichts besonderes, ich fand nur den Korkenzieher-Stiel speziell. Man könnte ihn als "drehstieligen Seitling" bezeichnen.

Viele Grüsse

Raphael

Hallo zusammen

Ich habe heute im Nadelwald (Fichten, Kiefern, Tannen) das hier gefunden, und habe mich damit in grosse Schwierigkeiten gebracht:

Die Fruchtkörper sind gallertig-zäh. Sie wuchsen scheinbar am Boden, aber eigentlich mit einer sehr langen, bräunlichen Wurzel (länger als die sichtbaren FK) auf vergrabenem Holz.

Der sichtbare Teil ist 1-3 cm hoch.

Aufgrund der Fruchtkörper suche ich bei Calocera. Aber vielleicht liege ich ja damit schon daneben.

Unter dem Mikroskop habe ich bisher nur die Sporen angeschaut.

In diesem schlabberigen Wirrwarr habe ich Mühe, die Basidien zu finden.

Die Sporen sind bis über 12 µm lang, meistens irgendwie gekrümmt-würstchenförmig. Reife Sporen einfach septiert:

Irgendwie finde ich keine Calocera-Art, die mich überzeugt:

- Die häufige Calocera viscosa passt makroskopisch nicht, und die Sporen sind auch zu gross

- C. cornea ist viel kleiner und passt makroskopisch auch sonst nicht

- C. glossoides und C. furcata sollten dreifach septierte Sporen haben

Kann mir da jemand auf die Sprünge helfen?

Gruss Raphael

Hallo Thiemo

Ich habe den neulich auch gefunden (hier). Die Milch fand ich auch deutlich scharf, aber nicht extrem scharf, da gibt es schlimmere Milchlinge.

Wenn sich die Milch auch nach längerer Zeit nicht verfärbt, kenne ich keine Alternative zu L. flexuosus.

Gruss Raphael

Hallo zusammen

Neulich habe ich hier im Forum einen Fund von Tricholomopsis sulphureoides gezeigt.

Die Art soll ja - zumindest in Mitteleuropa - sehr selten sein.

Aber ich frage mich: Ist das wirklich so? Oder ist der in meiner Gegend einfach ortshäufig?

Oder werden Funde einfach als T. decora bestimmt, weil der ähnlich ist und T. sulphureoides in kaum einem Buch abgebildet ist?

Auf jeden Fall standen diese Prachtsexemplare heute neben dem Wanderweg einem auf einem Baumstumpf (vermutlich Fichte).

Vielleicht interessant für Tricholomopsis .

Viele Grüsse

Raphael

Hallo,

Überraschenderweise sind es nicht mehr als sechs Arten geworden, sondern weniger.

Gemäss FE14 gibt es in der Sektion fünf Arten.

Die Arten aus der genannten Arbeit wurden inzwischen sequenziert, und einiges wurde zusammengelegt:

• H. fusiporum (= H. cremeopallidum)
• H. ischnostylum (= H. fragrantissimum, H. laevatum)
• H. nauseosum (= H. gigaspermum, H. groegeri, H. fusipes)
• H. odoratissimum (= H. tomentosum, H. hetieri)
• H. sacchariolens (= H. odoratum, H. latifolium, H. pallidoluctuosum)

Dieses Jahr ist noch ein neuer Band rausgekommen (FE 14a), den habe ich leider noch nicht.

Ich hoffe da wird nicht wieder alles durcheinander gebracht.

H. sacchariolens ist mit Abstand die häufigste Art in der Sektion. Ökologie und Makroskopie passen auch zu deinem Fund.

Deshalb meine Vermutung oben, dass du mit dem mühsamen Messen genau diese Art bestätigen wirst.

Cheilos bei Hebelomas präparieren:

Ich nehme da immer Kongorot/NH3 (aber nur für Cheilos, nicht für die Sporen).

Für Hebeloma-Cheilos einen langen, schmalen Streifen der Lamellenschneide entnehmen.

Diesen sehr sehr gut pressen. So, dass ein Teil der Cheilos lose rumschwimmt, meistens so in Büscheln.

Klappt nicht mit allen Cheilos, aber wenn du die ganze Schneide absuchst findest du welche die lose sind (wenn nicht: mehr pressen).

Dann die Cheilos nicht unter Immersion mikroskopieren, sondern z.B. im 400er. Das reicht völlig, ist übersichtlicher und man hat mehr Tiefenschärfe:

Bin gespannt was dabei raus kommt.

Gruss Raphael

Zitat von boccaccio

Hallo zusammen,

wenn man 10 Sporen mißt, kann man natürlich einen Mittelwert auf 0,1 µm genau angeben. Aber die Aussagekraft dürfte im Allgemeinen sehr gering sein. Man muß sich ja auch anschauen, wie groß die Standardabweichung ist und die wird da in der Regel deutlich größer als 0,1 µm sein. Das heißt also, daß man im Endeffekt deutlich mehr Sporen messen muß.

Björn

Hallo zusammen

Es kommt immer drauf an was man mit der Messung erreichen will.

Wenn man den Fund sauber dokumentieren will, muss man natürlich deutlich mehr Sporen messen.

Aber wenn man nur eine Frage im Schlüssel beantworten will, kann man das ggf. abkürzen.

Oft zeigt sich nach wenigen Messungen bereits ein deutlicher Trend, mit dem man die Schlüsselfrage schnell beantworten kann.

Mehr Messungen führen dann zwar zu mehr Präzision, aber die Antwort auf die Schlüsselfrage ändert sich nicht mehr.

Hier in diesem Fall sind die Messungen sehr nahe an den Grenzwerten des Schlüssels.

Da hat Björn völlig recht: Je mehr Messungen, desto verlässlicher lässt sich die Frage beantworten (darum ja: Mindestens 10 ).

Aber dann muss man auch enorm aufpassen, welche Sporen man misst:

- Unvoreingenommen sein: grosse und kleine Sporen berücksichtigen (nicht nur solche, die zur "gewünschten" Antwort im Schlüssel führen)

- Sporen von mehreren Fruchtkörpern messen

- unreife Sporen weglassen, also Sporen aus Abwurf oder von der Stieloberfläche messen

- Vorsicht bei Ausreisser-Sporen. Messen ja, aber separat notieren

- Auf die Lage der Sporen achten, nur flach liegende Sporen messen

Bei Hebeloma und Inocybe messe ich eigentlich immer 20 Sporen und 20 Zystiden, bevor ich überhaupt in den Schlüssel schaue.

Meistens reicht das, nur bei Bedarf messe ich dann noch mehr.

Gruss Raphael

Hallo Lukas

Habe mal rasch in FE14 geschaut. Mit dem Geruch gehören deine Pilze in die Sektion Sacchariolentia. Die ist zum Glück nicht riesig und die Zystiden sind da weniger relevant (trotzdem braucht man ein paar Bilder von vollständigen Zystiden, zur Sicherheit).

Dummerweise sind deine Sporenangaben genau so, dass man zwei wichtige Schlüsselfragen nicht beantworten kann:

- Sporen im Mittel breiter oder schmaler als 7 µm? Den Mittelwert muss man auf 0.1 µm genau ausrechnen.

- Sporen-Koeffizient im Mittel grösser oder kleiner als 1.8? Bei Hebelomas muss man den auf zwei Dezimalstellen ausrechnen.

Ich vermute, wenn du jetzt mindestens 10 Sporen misst, kommt folgendes raus:

- Sporen im Mittel knapp unter 7 µm

- Koeffizient auch knapp unter 1.8

Damit wäre es dann H. sacchariolens s.str.

Makroskopisch passt das auch gut.

Gruss Raphael

Hallo Lukas

Hebeloma ist es mit diesen Sporen und Zystiden mal sicher. Leider hat sich seit Gröger schon wieder viel getan in der Gattung.

Kann schon etwas in der Gruppe sacchariolens s.l. sein. Um Hebelomas fertig zu bestimmen braucht man mehr Bilder von den Cheilos. Gut quetschen, so dass du sie gut von oben bis unten siehst. Dann Spitze und Basis von 5-10 Zystiden messen und jeweils das Verhältnis ausrechnen. Wichtig sind Feinheiten in der Zystidenform. Sind sie bauchig, zylindrisch-keulig, schwach kopfig usw.

Je nachdem braucht es dann noch mehr Merkmale (Lamellenzahl etc.).

Gruss Raphael

das ist echt schwierig... von mir ein vorsichtiges "eher ja", weil der Hut gegen den Rand kaum mehr Schuppen zeigt sondern eher faserig ist.

Gruss Raphael

Hallo zusammen

Ich denke man muss die Gesamtheit der Merkmale anschauen, um es für eine einzelne Kollektion zu entscheiden.

Ein bestimmtes makroskopisches Merkmal zur sicheren Unterscheidung gibt es wohl nicht.

Nur mit einem einzelnen jungen FK scheint mir das eh sehr unsicher zu sein. Die Schuppen werden da ja gerade erst gebildet.

Aber es stimmt schon, sie wirken feiner/haariger als z.B. auf meinem ersten Bild bei dem kleinen Fruchtkörper.

Früher wurden die beiden Arten nicht unterschieden, wie Karl schon schreibt sind ältere Fundmeldungen mit Vorsicht zu behandeln.

In meiner Gegend habe ich bisher alles als T. pardinum bestimmt, hoffe aber nach wie vor auch mal T. filamentosum zu finden.

2019 im Fichtenwald:

2020, Mischwald (Fichten, Birken, Erlen in der Nähe):

Gruss Raphael

Danke euch beiden für die Bestätigung!

Gruss Raphael

Hallo zusammen

Ich habe neulich einen winzigen Risspilz gefunden, bei dem ich unsicher bin was die Bestimmung angeht:

Standort: Mischwald mit Buchen und Fichten, im Moos, auf etwa 1300 müM

Hut: max. 1cm Durchmesser

Stiel: Auf ganzer Länge mehlig

Geruch: Sehr schwach, vielleicht etwas spermatisch

Sporen: 6.5-7.5 x 4.5-5.5 µm, Avg 7x5 µm, Q = 1.25-1.55, QAvg = 1.4

Zystiden: Leuchtend gelb in KOH, sehr schlank, etwa 40-50x8-10 µm

Kaulozystiden überall vorhanden

Sporen:

Zystiden:

Kaulozystiden:

Mit den gängigen Schlüsseln lande ich immer irgendwie bei Inocybe petiginosa. Die gefällt mir aber nicht wegen der Zystiden:

- Ludwig und andere schreiben, die Zystiden seien in KOH mässig gelb. Ich finde das hier eher auffallend gelb.

- Insgesamt scheinen mir die Zystiden bei meinem Fund schlanker, und vor allem weniger bauchig zu sein als in der Literatur

- Auch sind viele Zystiden dickwandiger als z.B. auf den Zeichnungen bei Ludwig und Bon

- Der Kristallschopf soll klein oder fehlend sein, bei meinem Fund hat jede Zystide reichlich Kristalle

Hat da jemand einen Rat? Evtl Ditte ?

Viele Grüsse

Raphael

Zitat von Karl W

ich habe sichere Funde im Kiefernwald wobei die Frk. wie Deine im Moos stehen und nicht in Nadelstreu.

Hallo Karl

Danke, das ist eine wertvolle Info. Habe es oben angepasst, aus meiner Sicht spricht nun nichts mehr gegen C. falcata.

Gruss Raphael

Hallo Matthias

Wäre durchaus möglich. Beim Schlüssel war ich irgendwann in der Sektion Hinnulei, war dann aber eine Sackgasse und ich bin weiter vorne anders abgebogen.

Ich nehme mir den heute Abend nochmal vor, vielleicht finde ich noch was besseres.

Gruss Raphael

Hallo zusammen

Ein paar Funde habe ich noch. Allerdings waren die zwei letzten Tage weniger ertragreich, was spezielle Funde angeht.

Trotzdem zeige ich euch noch ein paar Funde:

1: Bogbodia (Hypholoma) uda:

In geeigneter Umgebung wohl nicht selten. Auffallend sind die recht grossen Sporen.

2: Hypholoma elongatum

Doppelgänger der vorherigen Art, aber leicht anhand der kleineren Sporen zu unterscheiden.

3: Clavulinopsis helvola

4: Cortinarius cf. dolabratoides:

Mit dieser Telamonia habe ich die halbe Nacht verbracht. Auffälliges Merkmal sind die extrem kleinen Sporen (6,5-7x3.5-4 µm).

Mit den neueren Schlüsseln komme ich immer in die Sektion Duracini, und dort zu C. dolabratus.

Der kann es aber wegen der kleinen Sporen nicht sein.

C. dolabratoides wurde erst 2017 beschrieben. Sporen passen, einziger Störfaktor ist der deutliche Buckel, den diese Art immer haben sollte.

Da die Art aber erst sehr selten nachgewiesen wurde, könnte ich mir vorstellen dass das Merkmal nicht konstant ist.

Vielleicht hat hier jemand eine bessere Idee.

5: Cortinarius cf. suberi:

Noch so eine schwierige Telamonia. Auch hier komme ich auf eine eher neue Art.

Standort: Im feuchten Gras am Rand eines Uferwaldes mit diversen Laub- und Nadelbäumen (Fichten, Erlen, Birken)

Gruss Raphael

Zitat von Karl W

Hallo Raphael,

sehr schön dokumentierte Funde.
Kannst Du bei Nr. 12 Bogenschnallen an der Basidienbasis ausscließen? Manchmal sind die sehr schwer zu finden oder bei Basidiolen schaut nur seitlich ein "Ärmchen" heraus. Die abgesetzte hyaline Stielbasis ließe ja noch Clavaria falcata/acuta zu.

LG Karl

Hallo Karl

Danke für den Hinweis!

Leider habe ich die Basidien nicht untersucht und inzwischen sind die FK entsorgt.

C. falcata ist gemäss meiner (begrenzten) Literatur an Laubbäume gebunden, daher hatte ich die gleich ausgeschlossen.

Mein Fund war im reinen Nadelwald (Fichten und Kiefern).

Oder gibt es auch nachgewiesene Funde im Nadelwald? Mikroskopisch würde C. falcata nämlich besser passen.

Gruss Raphael

... Fortsetzung:

8: Cortinarius cf. raphanoides

Rettichgeruch war da. Ob er nun farblich wirklich passt ist schwer zu sagen, da findet man unterschiedliche Bilder und Angaben.

9: Entoloma prunuloides:

Sieht von oben auf ein ersten Blick wie ein dreckiger Mehlräsling aus. Riecht auch so, nur schwächer.

Schnallen waren überall vorhanden, keine Zystiden.

10: Hebeloma incarnatulum:

Ich leide an der seltenen Krankheit, dass ich gerne Fälblinge bestimme.

11: Clathrus archeri - Tintenfischpilz

Ich tue das Ding nie nie mehr unters Mikroskop. Selbst eine winzige Menge der klebrigen Masse stinkt bestialisch.

12: Clavaria falcata vermicularis

Kommt offenbar auch im Nadelwald bei Kiefern vor, mikroskopisch passt sie besser als C. vermicularis.

13: Cuphophyllus colemannianus:

14: Gomphidius roseus - Rosa Schmierling

Zusammen mit den Kuhröhrling, wie es sich gehört.

15: Hebeloma celatum

Eine recht neu erfundene Art, die aber eigentlich nicht selten ist.

16: Melastiza scotica

Leicht zu erkennen an den Sporen mit merkwürdigen Anhängseln.

17: Psilocybe semilanceata

Ich schreibe den deutschen Namen extra nicht hin und deklariere hiermit feierlich, dass ich aus rein wissenschaftlichem Interesse nur vier Exemplare mitgenommen habe.

18: Suillus flavidus - Moor-Röhrling

Leicht zu erkennen an dem schleimigen Ring. Sieht ansonsten wie ein langweiliger Kuhröhrling aus.

Das war's für heute. In den nächsten Tagen gibt's noch mehr.

Gruss Raphael