Hallo Oskar
Laut der neusten Studien gehört er zur Familie Lyophyllaceae:
Gruss Raphael
Beiträge von Clavaria
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Hallo zusammen
Langsam geht nun der Schnee in den Bergen zurück, was bedeutet es gibt dort endlich Pilze.
Ein erster Ausflug brachte mich am Sonntag bis auf 2400 Meter.
Aber kommen wir zu den Pilzen.
Auf einer Alpweide, etwa 2100m hoch, wuchsen Unmengen von Maipilzen.
Etwas höher eine bisher unbestimmbare Telamonia. Wird vermutlich wieder eine Sequenzierung brauchen.
Die Sporen, falls es jemand interessiert...
Diese Rötlinge waren teilweise schon hinüber, aber einige Fruchtkörper waren noch frisch.
Im Gras, direkt neben einem Schneefeld, auf 2300m.
Sporen heterodiametisch und eher knotig als eckig. Schnallen gab es überall im Fruchtkörper.
Zystiden konnte ich nicht finden, nur einige keulige Zellen die kaum von Basidiolen zu unterscheiden sind.
HDS subtrichodermal, ohne Inkrustationen.
Ich komme auf Entoloma undulatosporum.
Da passt eigentlich alles recht gut, aber die Art sollte eigentlich im Spätherbst wachsen und nicht alpin.
Schwierig...
Eine Gyromitra hätte ich auf 2300m auch nicht erwartet. Auch diese direkt neben einem Schneefeld.
Wenigstens war sie voll reif, es gab einen schönen Sporenabwurf. Die Sporen sind riesig, bis über 35 µm lang, und haben kaum Auswüchse an den Enden.
Damit ist es wohl Gyromitra accumbens.
Diese kleinen Becherlinge wachsen gerne direkt neben dem Schnee: Peziza nivalis.
Sporen glatt
Und hier noch die Asci in Lugol.
LG Raphael
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Hallo Lara
Diese beiden sehr ähnlichen Clitopilus-Arten sind wohl schwer morphologisch trennbar.
Im Feld kann man nicht entscheiden, ob man eine Kollektion mitnehmen soll oder nicht. Und alle mitnehmen kann man nicht.
Meine Kollektionen von C. crischonensis und C. cystidiatus letztes jahr waren wohl eher Glückstreffer.
Mit den markanten Zystiden kann man wohl C. cystidiatus und C. crischonensis recht gut mirkoskopisch abtrennen.
Wie gut das mit C. abprunulus funktioniert, bleibt abzuwarten. Da ist mit der Original-Beschreibung vermutlich nicht das letzte Wort gesprochen.
Leider bringt auch die Sequenzierung oft keine Klarheit. Bei meiner C. crischonensis war der Ergebnis eindeutig.
Aber bei C cystidiatus war es völlig unklar, weil ebenso Belege von prunulus als auch cystidiatus als Treffer kamen.
Somit bleibt vielfach wieder nur die Morphologie als "sicherer Hafen" für die Bestimmung.
Ich würde wetten, dass ein wesentlicher Anteil der prunulus-Sequenzen in der Genbank eigentlich zu einer anderen Art gehören.
Was nun deine Kollektion angeht... ja, da würde ich aber eher zu prunulus tendieren.
Gruss Raphael
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Zitat
Eer sich sowas in die Futterluke schiebt gehört eh eingesperrt.
Echt jetzt....? -
ich bin entsetzt...!Also ich hatte die Dinger eigentlich wirklich gesammelt, damit meine Familie sie essen kann.
Aber dann hat sich herausgestellt, dass es etwas eher spezielles ist. Jetzt habe ich halt einen reichlichen Herbarbeleg. Sowas isst man wirklich nicht.
Übrigens riechen die auch getrocknet nach praktisch nichts, kein typischer Morchelgeruch. Glaube nicht dass man da viel verpasst.
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So, nun noch die beiden anderen Risspilze:
2:
Diese Mallocybe aus dem Fichtenwald (ca. 1600m) halte ich für Mallocybe leucoblema. Auffällig ist das reichliche Velum beim jungen Fruchtkörper.
Sporen: 9.1-9.8-11.3 x 5.4-6.2-7.0 µm, Q = 1.42-1.59-1.80
Die Zystiden waren eher spärlich und schwer von Basidiolen zu unterscheiden.
3:
Hier bin ich auf keinen grünen Zweig gekommen.
Habitat ist das gleiche wie bei Nr. 2 (10m entfernt) im Fichtenwald.
Sporen: 10.2-11.0-12.3 x 6.3-6.8-7.4 µm, Q = 1.50-1.63-1.79
Die Zystiden sind recht voluminös, die meisten keulig, aber auch einige zylindrisch oder fusiform.
Bin gespannt, ob sich da etwas machen lässt.
Gruss Raphael
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Hallo zusammen
Hier nun noch die erwähnten Risspilze mit der Hoffnung, dass Ditte mal reinschaut.
1:
Nur zwei Exemplare, die ich erst gar nicht mitnehmen wollte. Sie wuchsen direkt bei der Rhodocybe auf einer Waldlichtung, ca 1900m.
In Reichweite gab es Picea, Pinus und Larix.
Sie hatten einen eigentümlichen Geruch, den ich nicht zuordnen kann.
Im Moment halte ich das für Inocybe amicta.
Die Sporen sind recht unregelmässig geformt, 8.7-9.9-11.0 x 6.0-6.6-7.7 µm, Q = 1.25-1.51-1.72
Cheilo- und Pleurozystiden etwa 54-66 x 16-22 µm, recht breit und mit nur undeutlich abgesetztem Hals.
Bei einigen Zystiden findet man eine kappenartige Verdickung am Apex, was wohl typisch für amicta ist.
Am Stielapex gab es nur einzelne echte Kaulozystiden, sonst neu zylindrische oder schlank keulige Elemente.
Die zwei anderen folgen später, mein Akku gibt gleich den Geist auf.
Gruss Raphael
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Hallo zusammen
Am Donnerstag gab es eine kleine Rundwanderung in verschiedenen Habitaten, die sich für die Jahreszeit als erfreulich pilzreich erwiesen haben:
Zunächst einige Funde an oder knapp über der Waldgrenze, auf Bergwiesen oder Weiden.
Zwergchampignons sind ja bekanntlich unbestimmbar. Ich habe versucht mit dem Parra auf einen grünen Zweg zu kommen, aber natürlich ohne viel Erfolg.
Ich lege es mal als Agaricus semotus s.l. ab, obwohl es mir etwas Kopfschmerzen bereitet.
Die Sporen passen aber nicht so ganz genau zu dem was Parra schreibt.
Und es gibt nur ganz vereinzelte Zystiden.
Entoloma sericeoalpinum (glaube ich) gab es in Unmengen. Die Art wurde erst kürzlich beschrieben, aber ist wohl gar nicht selten.
Sporen subisodiametrisch. Zystiden gab es keine, aber dafür überall Schnallen.
HDS mehrheitlich inkrustiert.
Eine weitere Kollektion, zwischen Erikastauden und Alpenrosen. Aber mikroskopisch völlig identisch.
Melanoleuca strictipes kennt wohl jeder, der schon einmal über der Waldgrenze Pilze gesucht hat.
In der Nähe von Lärchen und Kiefern gab es diesen Trichterling mit Rhizomorphen an der Stielbasis.
Damit ist eigentlich schon klar, dass es Rhizocybe vermicularis ist.
Sporen klein deutlich kongophil.
Dann noch zwei Sachen von einer Waldlichtung, nahe bei Picea, Pinus und Larix:
Der hier sieht aus wie ein ausgebleichter Rettichhelmling, ist es auch, aber nur beinahe: Mycena luteovariegata.
Die Art war bis vor einigen Jahren eine Varietät des normalen Rettichhelmlings.
Die Sporen sind für den normalen Rettichhelmling etwas zu klein.
Die voluminösen Zystiden haben beide Arten.
Dieses dubiose Pilzchen hat mir ziemliche Kopfzerbrechen bereitet.
Die waren nur knapp 10mm gross, und ich wollte keinen Fruchtkörper für einen Sporenabdruck verschwenden.
Die Sporen sind aber, wenn man genau hinschaut, schwach höckerig. Also eine Rhodocybe.
In Melzer sieht man wunderbar die zahlreichen dextrinoiden Pseudozystiden.
Die HDS ist grob inkrustiert.
Rhodocybe-Funde mit Pseudozystiden werden meist ohne viel Hinschauen als Rh. caelata abgelegt, aber die kann es eigentlich nicht sein.
Insbesondere soll sie keine dextrinoiden Pseudozystiden haben.
Im Jahr 2007 haben Consiglio, Contu & Setti eine Rhodocybe oss-emerae beschrieben, die haargenau passt aber wohl in Vergessenheit geraten ist.
Der Schlüssel im gleichen Paper führt mich ebenfalls zu dieser Art.
Ich habe noch drei Risspilze, die zeige ich dann morgen.
LG Raphael
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Hallo zusammen
Ein kleines Update. Ich war letzte Woche mal wieder im Brandgebiet.
Grösstenteils waren es die gleichen Arten wie bei der letzten Exkursion. Aber es gab doch einige neue Sachen:
Psathyrella cf. pennata gehört zu den typischen Brandstellen-Bewohnern.
Ich habe dazu bereits einen zweiten Thread erstellt, weil mir die Bestimmung nicht zu 100% passt.
Mikrofotos siehe hier: Komische Brandstellen-Psathyrella
Für Pholiota highlandensis war es letztes Mal zu früh, nun gab es sie zu tausenden.
Mycena galopus var. leucogala wuchs am Rande des Brandgebiets.
Das grösste Rätsel ist wohl diese Morchel, für die eine Sequenzierung fällig ist.
Nach dem wunderschönen französischen Morchel-Buch sollte das Morchella tomentosa sein.
Für die Art gibt es bisher nur in Italien einen gesicherten europäischen Nachweis.
LG Raphael
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Hallo Sebastian
Ach, ich habe überlesen dass du ja die LSU gemacht hast.
Ich würde ziemlich ungeniert Skrede anschreiben.
Anfangs habe ich immer gezögert Experten anzuschreiben, inzwischen mache ich das regelmässig und bekomme eigentlich immer ein sehr positives und hilfreiches Feedback.
Du hast die Kollektion ja ausgezeichnet dokumentiert, das ist Grundvoraussetzung.
Hast du auch bei UNITE geschaut? Manchmal gibt es da weitere Sequenzen die in der Genbank fehlen.
Gruss Raphael
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Hallo Sebastian
Das tönt aber sehr spannend!
Helvella ist soweit ich weiss auch genetisch ein Minenfeld, ich meine man braucht spezielle Loci um die Arten sicher zu trennen.
Ich habe hier auch eine angeblich Helvella fusca rumliegen, die offenbar doch keine ist.
Die ITS passt auch hier nur zu einer chinesischen Art, die morphologisch und vom Habitat her überhaupt nicht stimmt.
Offenbar reicht bei Helvella die ITS einfach nicht, ob die LSU weiterhilft weiss ich gerade nicht. Kann man vermutlich bei Skrede nachlesen.
Hast du deine Dokumentation schon einem Gattungsexperten geschickt? Ich würde erst das machen und mich beraten lassen, bevor ich weitere Sequenzen machen lasse.
LG Raphael
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Hallo zusammen
Noch ein kurzes Update hierzu:
Das vermeintliche Entoloma ochromicaceum hat sich genetisch als Entoloma formosum herausgestellt.
Entoloma nigroflavescens hat sich bestätigt, nachdem es morphologisch eigentlich nichts anderes sein konnte.
Die Art wurde erst kürzlich beschrieben.
Eigentlich noch spannend, die Art ist doch recht markant, ich frage mich ob die früher wirklich noch nie gefunden wurde.
Fehlbestimmen kann man die kaum. Oder sie wurde als "unbestimmbar" verworfen.
Das hier ist laut GBIF der dritte Beleg weltweit und der erste ausserhalb Frankreich (abgesehen von Bodenproben).
Gruss Raphael
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Hallo zusammen
Ich will mich ja nicht einmischen, aber vermutlich ist die Preisvorstellung etwas hoch.
Den Bresadola gibt es gratis zum Download, natürlich nur auf Latein (was ChatGPT recht gut übersetzen kann).
Mal zahlt also 1500 € für die Übersetzung und dafür, dass man ihn im Regal hat.
Ich würde die Erwartungen etwas zurückschrauben... naja das ist meine Meinung, jede(r) wie er will. Ich meine das konstruktiv, nicht als Kritik.
Wenn sich ein Liebhaber von alten Büchern findet, kann schon etwas daraus werden. Deutsche Übersetzungen vom Bresadola gibt es nicht oft.
Gruss Raphael
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Ja das Öl ist sicher in Ordnung
Stereolupe: Ich mache meine Präparate ohne, andere schwören darauf. Je kleiner die Pilze sind, umso eher brauchst du eine.
Für den Anfang ist es nicht unbedingt nötig.
Entoloma-Sporen: Ui, ich bin kein Optiker. Vielleicht kann dir das jemand anderes erklären.
Aber der Effekt ist bekannt. So sieht man auch die Amyloid-Reaktion am Sporenpulver viel besser als unter dem 100er Objektiv.
Dextrinoidität von Hebeloma und anderen Braunsporern sollte man auch nicht bei maximaler Vergrösserung anschauen, ich nehme dazu immer das 10er Objektiv.
Gruss Raphael
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Ich lege z.B. eine Lamelle auf einen Objektträger und mache dann einen Tropfen Wasser drauf, lege das Deckgläschen drauf und quetsche das Ganze etwas mit einem Korkenzapfen etwas. Oft habe ich das Problem, dass es scheinbar zu dick ist und das Deckgläschen dann irgendwie schräg liegt, auf einer Seite hat es noch Wasser, auf der anderen Luft. Sollte man besser versuchen von der Lamelle nur einen dünnen Streifen des vordersten Teils mit der Lamellenschneide rauszuschneiden, um es besser quetschen zu können? Und was, falls man zu viel quetscht? Können dann z.B. die Cheilozystiden beschädigt werden und man sieht sie nicht mehr? Würde man diese Brennhaarzystiden denn auch ohne Kongorot finden oder eher nicht? Welches Objektiv hast du für die Fotos oben verwendet, bzw. welches nimmst du normalerweise für Cheilozystiden (40er, 63er oder 100er)?
Hallo Benjamin
Das richtige Mass an Quetschen in Übungssache. Was Peter schreibt ist schon mal richtig, weniger Material ist besser.
Entweder nur ein kleines Stück Lamelle, oder nur einen feinen, aber langen Streifen entlang der Schneide. Beides kann man gut quetschen.
Du musst mindestens so weit quetschen, dass die meisten Luftbläschen weg sind. Das braucht oft etwas Geduld und Feingefühl, damit sie ohne allzu viel Druck unter dem Deckglas "wegschwimmen".
Die Zystiden sind bei den meisten Gattungen recht stabil, die zerdrückst du nicht so schnell. Es gibt Ausnahmen, z.B. bei Tintlingen.
Das Wichtigste beim Mikroskopieren ist Übung. Such dir irgendeinen Risspilz, Täubling, Düngerling oder so. Ohne Bestimmungsabsicht, nur zum Üben.
Einfach eine Gattung die leicht ansprechbar ist, und gemäss Literatur viele Zystiden hat.
Damit kannst du gut den richtigen Schnitt und die Druckstärke ausprobieren.
Die Brennhaarzystiden sieht man auch ohne Kongorot, aber der Kontrast ist halt schlechter.
Für Zystiden nehme ich meistens das 40er, oder das 63er wenn die Zystiden eher klein (z.B. bei Conocybe).
Zudem muss ich auch noch schauen, wie das mit dem 100er funktioniert. Zuerst mit dem 63er durchschauen, dann den Revolver etwas weiterdrehen und einen Tropfen Imersionsöl auf das Deckgläschen auftragen und zum Schluss das 100er eindrehen, oder?
Wenn man das 100er oft braucht, hat man gerne einen freien Platz am Revolver, und das 100er direkt daneben. Also im 40er oder 63er scharf stellen, auf den freien Platz drehen, einen kleinen Tropfen Öl aufs Deckglas, 100er drauf und dann los. Ohne freien Platz geht es natürlich auch.
Und die Reinigung... ich reinige das alle paar Monate. Wenn du modernes Immersionsöl nimmst, musst du dich da nicht grossartig drum kümmern.
Sporenabdruck nicht im Kühlschrank machen. Normalerweise hast du mehrere Exemplare, einzelne Fruchtkörper würde ich eh (fast) immer stehen lassen (ein Pilz ist kein Pilz).
Ein frischer Hut macht in 1-2 Stunden schon einen Abdruck, der fürs Mikroskop reicht. Nur wenn du die genaue Farbe des Spp brauchst (Täublinge etc.), musst du einen richtig dicken Abdruck haben der länger dauert. Die 1-2 Stunden überlebt der Hut auch bei Raumtemperatur und kann nachher trotzdem getrocknet werden.
Gruss Raphael
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Ich habe einige Präparate der Lamellen erstellt und habe nach Cheiloszystiden gesucht. Ich habe auch viele Fotos gemacht, konnte aber nicht wirklich etwas finden. Die Fotos habe ich gerade nochmal durchgeschaut und auf einem noch etwas gefunden. Könnten diese Härchen etwas sein? Auf einem scheint zumindest eine Art Kristallschopf zu sitzen. Oft weiss ich einfach nicht genau, nach was ich eigentlich suche.
Hallo Benjamin
Schwer zu sagen, kann sein oder auch nicht. Du musst vermutlich mehr quetschen, die Lamellenschneide scheint noch recht dick zu sein.
So wirst du nicht viel sehen. Es müsste etwa so aussehen:
Brennhaar-Zystiden ohne Kristallschopf:
Brennhaar-Zystiden mit Kristallschopf:
Makrozystiden:
Woher bekommt man die englischen Papers von Antonin et al.? Im Moment werde ich wohl leider keine Zeit haben das zu studieren, aber für die Zukunft wäre das sicher auch sehr interessant.
Die meisten kannst du auf Researchgate herunterladen:
Antonin et al 2014 - Melanoleuca juliannae (Basidiomycota, Tricholomataceae), a new species from subgen. Urticocystis. Phytotaxa 170 13–23
Antonin et al 2015 - Identity of Agaricus brevipes Bull. (Melanoleuca brevipes, Tricholomataceae, Basidiomycota) - Mycological Progress 14
Antonin et al 2017 - Molecular phylogenetics and taxonomy in Melanoleuca with emphasis on M. exscissa group and the description of M. griseobrunnea sp. nov. Plant Systematics and Evolution 303
Antonin et al 2017 - Taxonomy, ecology and distribution of Melanoleuca strictipes (Basidiomycota, Agaricales) in Europe - Ceska Mycologie 69(1)
Antonin et al 2018 - Two lesser-known Melanoleuca species, M. malenconii and M. tristis from anthropogenous habitats in the Czech and Slovak Republics. Acta Musei Moraviae, Scientiae biologicae
Antonin et al 2021 - Melanoleuca galbuserae, M. fontenlae and M. acystidiata - Three New Species in Subgenus Urticocystis - Journal of Fungi 7
Antonin et al 2021 - Multilocus phylogeny and taxonomy of European Melanoleuca subgenus Melanoleuca. Mycologia 114(61): 1-30
Antonín et al 2023. Two new European species of Melanoleuca (Fungi, Agaricales) with comments on the M. graminicola group. Systematics and Biodiversity. 21(1, no. 2218375)
Kalmer et al. 2018 - Phylogeny of Some Melanoleuca Species in Turkey and Identification of Melanoleuca angelesiana A.H. Sm. As a First Record - Kastamonu University Journal of Forestry Faculty
Aber ganz ehrlich, ich würde mich da nicht zu früh reinknien. Ich habe mich einen halben Winter damit beschäftigt
Wenn du wieder mal eine schöne Kollektion hast mit mehreren, frischen Fruchtkörpern, kannst du am Mikroskop üben und die Ergebnisse hier rein stellen
Was mich immer noch etwas wundert ist die Breite der Sporen. Sind diese nicht eher breit? Die Melanoleuca, welche ich in der Literatur nachgeschaut habe, hatten eigentlich die meisten Sporen bis max. 6.5 µm Breite.
Es gibt einige Arten mit so breiten Sporen. Aber du hast recht, das schränkt die Auswahl schon ordentlich ein.
Dein Fund könnte Melanoleuca acystidiata, communis, favrei, graminicola oder krieglsteineri sein. Über die Ökologie könnte man vielleicht noch etwas ausschliessen.
Misst du denn die Sporen im 100er Objektiv? Habe das Gefühl deine Bilder sind eher unter einem 40er oder 63er gemacht.
Sporen messen solltest du immer mit dem 100er, sonst ist es zu ungenau. Warzen übrigens nicht mitmessen.
Leider ist der Pilz mittlerweile in einem ziemlich schlechten Zustand. Wie geht man eigentlich am besten vor, wenn man den Pilz für weitere Untersuchungen konservieren möchte?
Zunächst im Kühlschrank aufbewahren, da halten frische Pilze locker 3 Tage für weitere Untersuchungen. Und sonst halt trocken, wie Peter geschrieben hat.
Untersuchungen am Trockenmaterial sind etwas mühsamer als an Frischmaterial, aber mit etwas Übung geht das auch gut.
Gruss Raphael
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Hallo Benjamin
Zunächst die guten Neuigkeiten: Mit Melanoleuca liegst du richtig.
Die schlechte Neuigkeit: Eine sichere Bestimmung in der Gattung ist eine Mutprobe, oft gelingt es nur per Sequenzierung.
Die Weichritterlinge sind in der Präparationstechnik und beim Mikroskopieren sehr anspruchsvoll.
Sporen messen ist einfach, das hast du im Abwurf gemacht, soweit alles gut.
In dem Melzer-Präparat sieht man schön die amyloiden Warzen, das ist typisch für Melanoleuca (und einige andere Gattungen).
Cheilozystiden gibt es nicht bei allen Melanoleucas, und oft sind sie sehr schwer zu finden oder es gibt nur vereinzelte.
Da musst du in Kongorot anfärben, dann vorsichtig quetschen, nicht zu viel.
Dann unters Mikroskop tun und je nachdem nach und nach etwas mehr quetschen.
Dadurch, dass die Zystiden oft spärlich und unauffällig sind, hast du ein Problem: Du kannst nie definitiv beweisen, dass es KEINE Zystiden gibt.
Nur wenn du eine findest, bist du sicher dass es welche gibt. Das heisst: Wenn du keine findest, musst du lange suchen und mehrere Präparate machen.
Es gibt drei Möglichkeiten bei Weichritterlingen:
a) Du findest gar keine Zystiden
b) Es gibt grosse, breite, auffällige Zystiden (Makrozystiden)
c) Es gibt schmale, spitze Zystiden die oft an der Spitze einen Kristallschopf haben (Brennhaarzystiden)
Wenn du die Frage der Cheilozystiden geklärt hast, geht die Mühe an der Stieloberfläche weiter.
Dazu entnimmst du eine dünne Schicht kurz unter der Stielspitze, und dann suchst du dort:
a) Gibt es Basidien? (ja, manche Weichritterlinge haben Basidien am Stiel)
b) Gibt es echte Kaulozystiden, die ähnlich geformt sind wie die an der Lamellenschneide?
c) Gibt es andere, meist keulige oder zylindrische Elemente?
Das ist nachher alles wichtig. Kleiner Tipp: Wenn du b mit ja beantwortest, aber an der Schneide keine Zystiden gefunden hast, dann warst du nicht gründlich genug.
Jeder Weichritterling mit echten Kaulozystiden hat auch Cheilozystiden.
Makroskopie hätte ich fast vergessen:
- Querschnitt machen, Farbe des Fleisches in der Stielbasis ist wichtig- Geruch notieren
- Form der Stielbasis ist wichtig (gerade, verdickt, keulig, knollig)
- Hut und Stiel messen und für später notieren
So, wenn du das alles hast, studierst du die englischen Papers von Antonin et al. der letzten Jahre.
Alle andere Literatur kannst du vergessen, nicht einmal mit der Funga Nordica kann man heute noch Weichritterlinge bestimmen.
Für die Arten ohne Zystiden gibt es keinen aktuellen Bestimmungsschlüssel, d.h. du musst anhand der äusserst ausführlichen Beschreibungen bestimmen.
Die einzelnen Arten sind oft kaum abgrenzbar, insbesondere wenn man nur einen Fruchtkörper hat.
Fazit:
Weichritterlinge sind gut um Mikroskopieren zu lernen, aber brauchen sehr viel Geduld.
Du darfst nicht enttäuscht sein, wenn am Schluss die ganze Mühe vergebens war.
Wenn du Lust hast all die Mikromerkmale zu sammeln, kann ich dir zumindest bei der Bestimmung helfen und du kannst dir das Studium der Papers erstmal sparen.
Noch was: Melanoleuca brevipes ist ein nomen confusum. Der Name wurde quasi für alle braunen Weichritterlinge mit auffällig kurzem Stiel benutzt.
Das ist aber gar kein arttrennendes Merkmal, sondern kann bei vielen Weichritterlingen auftreten.
Nachdem diverse brevipes-Kollektionen sequenziert wurden, kamen etliche verschiedene Arten dabei heraus.
Welche dieser Arten Bulliard im Jahr 1791 in der Hand hatte, als er "Agaricus brevipes" beschrieb, lässt sich leider nicht mehr feststellen.
LG Raphael
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Hallo zusammen
Ich habe gestern diese Faserlinge im Waldbrandgebiet gefunden:
Allerdings habe ich nur von der ersten Kollektion etwas mitgenommen, weil ich dachte es ist alles das gleiche.
Mein Arbeitsname war Psathyrella pennata, das sollte doch nicht so abwegig sein.
Aber mikroskopisch passt da nichts zusammen.
Die Sporen sind recht schlank und deutlich phaseoliform, etwa 8-9 x 4-5 µm.
Cheilozystiden obtus oder subakut, aber auf keinen Fall so spitz wie Örstadius es bei Ps. pennata darstellt.
Pleurozystiden teils kopfig, obtus oder subakut. Aber auch nicht richtig spitz.
Sorry für die schlechten Mikrobilder, es war etwas spät gestern als ich das bearbeitet habe.
Ich mache dann nochmal bessere Präparate.
Diese gekrümmten Sporen und Zystiden passen nicht zu Ps. pennata.
Wenn ich nach Örstadius schlüssele, lande ich im Nirwana bei noli-tangere oder trivialis.
Kann mir da jemand auf die Sprünge helfen?
LG Raphael
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Hallo zusammen
Dank des vielen Regens konnte ich am Dienstag in den Pfynwald, der zu dieser Jahreszeit normalerweise knistertrocken ist.
Ich erstelle dort über 6 Jahre ein Pilzinventar, deshalb sind solche Gelegenheiten sehr wertvoll.
Zunächst ging es in einen kleinen Bruchwald mit Pinus, Picea, Salix, Betula, Populus, wo die Feuchtigkeit etwas länger anhält.
Entsprechend gut war die Ausbeute (ich zeige nicht alles):
1:
Wenn man ein Inventar macht, sollte man auch alles mitnehmen. Kleine Telamonien sind meistens unbestimmbar.
DIe Sporen sind recht klein und grob warzig.
Die Funga Nordica führt mich in die Irre. Im AdC gibt es einen Cortinarius ovoideosporus ad int., der passt recht gut, auch das Habitat.
Naja, das ist keine belastbare Bestimmung. Das Ding geht in die Sequenzierung.
2:
Dieser Rötling ist etwas knifflig. Der Hut ist deutlich hygrophan. Die Hutmitte ist irgendwie striegelig-schuppig.
Die Sporen sind heterodiametrisch, meistens 9-10 µm lang.
Die Basidien sind bunt gemischt 1-, 2- und 4-sporig, ohne Schnallen.
Die HDS ist eine Kutis, in der Mitte mit Übergang zu einem Trichoderm in Form von schmal keuligen, büscheligen Zellen.
Ausserdem sind die Hyphen deutlich inkrustiert.
Es ist wohl etwas aus der Gruppe um Entoloma fernandae.
E. fernandae hat aber deutlich kleinere Sporen, mikroskopisch würde Entoloma acidophilum am besten passen.
Leider gibt es kaum glaubhafte Bilder von dieser Art.
3:
Ja, das Foto ist schrecklich. Diese glimmerigen Pilzchen rochen kräftig nach Geranien. Geschmack absolut mild.
Die Sporen sind recht recht kurz und breit, eher schwach warzig.
Die Zystiden sind halt so, wie sie bei vielen Erlenschnitzlingen sind.
Die HDS war schwer analysierbar, aber sicher eine Kutis mit deutlich differenzierter Subkutis.
Vermutlich gibt es für diese HDS-Struktur einen ganz bestimmten Namen, Moreau macht eine halbe Wissenschaft daraus.
Ich komme auf Alnicola geraniolens, wenn niemand einen besseren Vorschlag hat.
4:
Helvella fibrosa ist immer wieder ein schöner Anblick.
5:
Mycena renati ebenfalls.
6:
Ein einzelner Dachpilz an Holzresten im Boden.
Die Sporen sind relativ gross für die Sektion Pluteus.
Cheilozystiden: Meistens schmal keulig
Hakenzystiden um 20 µm breit.
HDS mit vielen Schnallen und meist verjüngten Endzellen.
Es gibt da drei sehr ähnliche Arten. Ich konnte die Holzart nicht feststellen, das macht es noch schwieriger.
Aber alles in allem passt Pluteus primus am besten.
7:
Ein kleinhütiger Weichritterling. Das Stielfleich wird zur Basis dunkelbraun.
Sporen eher klein und breit elliptisch.
An der Schneide mit zahlreichen urticiformen Zystiden.
Nach dem Schlüssel von Antonin et al. komme ich auf Melanoleuca graminicola, aber ohne Gewähr.
8:
Ein Scheinhelmling auf Nadeln.
Der hat ganz lange, schmale Sporen.
Zystiden waren schwer zu finden, was mich ziemlich verwirrt hat.
Die HDS hat viele kurze, divertikulate Elemente. Aber keine auffälligen Pileozystiden.
Habitat und Mikromerkmale führen zu Hemimycena gracilis.
Dann noch zwei Sachen aus anderen Habitaten.
9:
Dieser Kahlkopf wuchs bei auf pflanzlichen Resten, vielleicht auch Holzresten. Dort gab es Pinus, Picea, Betula.
DIe Sporen sind dickwandig und klein für die Gattung. Nur vereinzelt schwach rhomboid.
Cheilozystiden lageniform.
Anhand des Standorts denke ich, dass es Deconica xeroderma ist.
10:
Ein kleiner, nabelingsartiger Rötling. Habitat auf sandigem, fast nacktem Boden.
Die Sporen sind subisodiametrisch und kleiner als 9 µm. Basidien 4-sporig, ohne Schnallen.
An der Schneide gibt es viele Cheilozystiden.
HDS grob inkrustiert, im Zentrum trichodermal.
Diese Gruppe von Rötlingen ist schwierig. Ich tendiere zu Entoloma phaeocyathus.
So, ich denke das reicht für heute.
Gruss
Raphael
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Hallo zusammen
Ja, früher wurde vieles Entoloma corvinum genannt, was eigentlich eine andere Art ist.
So war E. corvinum auch in allen gängigen Pilzbüchern falsch drin, und folgerichtig sind vermutlich die meisten Kartierungen auch falsch.
Da können die lieben Kartierer nichts dafür, sie haben halt nach der verfügbaren Literatur bestimmt und damit unbewusst Folgefehler gemacht.
Das, was bisher überall E. corvinum genannt wurde, heisst jetzt Entoloma porphyrogriseum:
Das echte Entoloma corvinum ist wie Björn schreibt eine alpine Art und anscheinend extrem selten.
Der Epitypus ist im neuen Buch über alpine Pilze (Armada, Bellanger & Moreau 2023) abgebildet und beschrieben.
Zu den gezeigten Rötlingen sage ich sonst nichts, makroskopisch ist das alles nur Raterei.
Es sind schöne Kollektionen, wäre spannend die genauer zu untersuchen.
Aber ohne Mikroskop lässt man sie am besten stehen, gerade die Arten im Offenland sind oft gefährdet.
Auf die Farbe ist bei Rötlingen übrigens wenig Verlass, es gibt Arten die ganz verschiedene Farben haben können.
So kann E. porphyrogriseum blau, grau, braun, schwarz oder sogar rosa sein.
Das gleiche gilt für E. serrulatum, dessen rosa Variante früher E. callirhodon hiess.
Gruss Raphael
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Hallo Björn
Ja das ist mir schon öfter aufgefallen. Ich habe immer wieder Kollektionen, wo die Sporen < 12 µm sind im Schnitt.
Aber alles andere passt zu hirtipes wie die Faust aufs Auge. Kann mir das auch nicht erklären.
Aber weil die Sporen stets im Bereich des "Erlaubten" waren und nichts anderes in Frage kam, habe ich da nie viel drum gegeben.
Gruss Raphael
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Hallo zusammen
Im Zuge einer Arbeit an Panaeolus s.l. hat eine italienische Arbeitsgruppe eine neue Gattung Staktophyllus geschaffen.
Hier: Consiglio, G; Marchetti, M. 2024. Contributo alla conoscenza del Genere Panaeolus sensu lato. Rivista di Micologia. 66(3):209-286
Dazu gehört in unseren Breitengraden nur eine Art:
Staktophyllus guttulatus (Bres.) Consiglio, M. Marchetti & Vizzini, Riv. Micol. 66 (3): 271 (2024)
(= Panaeolus guttulatus Bres. 1883)
Die neuen Namen sind offenbar nach nomenklatorischen Regeln noch ungültig, das ist aber nur eine Formalität welche die Autoren sicher baldmöglichst korrigieren werden.
Staktophyllus guttulatus
Dieser eine Düngerling war immer ein Spezialfall in der Gattung Panaeolus, aufgrund der Zystiden mit öligen Ausscheidungen.
Gruss Raphael
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Bei Conocybe pulchella tendiere ich aufgrund von Sporengröße und Standort eher zu C. subpubescens.
Hallo Karl
Hm, das ist wirklich schwierig zu entscheiden. So richtig im Wald wuchsen sie nicht, es war nur eine Zeile Bäume zwischen Weg und Wiese.
Die Sporenmasse überschneiden sind nach FE11. Aber es stimmt, für C. pulchella sind meine Sporen im Schnitt eher am unteren Ende.
Der sehr zarte Habitus (alle Hüte kleiner als 15 mm) spricht wieder mehr für pulchella.
Da fällt es mir schwer, eine solide Entscheidung zu treffen.
Gruss Raphael
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Hallo zusammen
Pilz Nr.4 hat drei Jahre später endlich einen Namen bekommen:
Inosperma gracilentum E. Larss. & Esteve-Rav. 2024
Hier: https://www.researchgate.net/p…m_and_Geraniodorum_Groups
Die Sequenz und Morpholige dieser neuen Art stimmt fast genau mit meiner Kollektion überein.
Gruss Raphael
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Hallo zusammen
Es hat etwas gedauert, aber nun habe ich eine Antwort erhalten.
Hygrophorus subviscifer und spodoleucus sind offenbar zwei gute Arten.
Meine Kollektion ist Hygrophorus spodoleucus. Hygrophorus subviscifer wäre dunkler. Ansonsten wohl sehr ähnlich.
Gruss Raphael
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Deine Morchel (1. Bild unter 11) erinnert mich an Morchella deliciosa mit den dunklen Farben und den runden, geschwungenen Waben, die teils die Rippenstruktur "unterbrechen".
Hallo Sebastian
Kann gut sein, ich habe die Morcheln nicht genauer angeschaut. Einzelexemplare lohnen sich ohnehin selten.
12 Fichtenzapfenhelmlinge?
Halb richtig:
Hier wuchsen Mycena plumipes und Strobilurus esculentus Seite an Seite.
Von oben konnte man den Unterschied nur anhand der Hutform erahnen.
Oh, wie interessant, den kenne ich nicht. Ich wäre an einer Quellenangabe sehr interessiert.
Antonín et al 2023. Two new European species of Melanoleuca (Fungi, Agaricales) with comments on the M. graminicola group. Systematics and Biodiversity. 21(1, no. 2218375)
Preprint gibt es hier:
Den fertigen Artikel kann man auf Researchgate anfordern.
Damit man wirklich damit arbeiten kann, braucht man auch die anderen Melanoleuca-Papers von Antonin et al. der letzten Jahre mit den vollständigen Beschreibungen und Synonymisierungen.
Gruss Raphael
