Hi
Wieso willst du die zu Pulver verarbeiten? Ich weiche getrocknete Morchelbecherlinge ein, schneide sie in Streifen und strecke Morchelgerichte damit. Morcheln und Morchelbecherlinge trockne ich sowieso immer, die werden dadurch besser. Nie bereite ich die frisch zu.
Habe heute auch 600g davon gesammelt. Sehr lecker. Wenn nur das Grünzeug darum herum etwas weniger stinken würde. 
Nix kapiert...der Name des nichtexistenten Pilzes wird nirgends genannt...
Hi
Es geht um den Märzschneckling 
Hallo Neanderthaler.
Ich meine es sind Fichtenzapfen-helmling.
Gruß Pp
Hi
Die Fichtenzapfenhelmlinge hätten einen weissen Stiel, keinen gelben. 
Ich denke auch dass es schon Fichtenzapfenrüblinge sind, wie oben schon mehrfach vorgeschlagen. Über den Geruch wären die auch leicht zu unterscheiden.
Grüezi
Ich habe mir auch (endlich!) wieder ein MacBook gekauft. Die Software für die Motic Kamera funktioniert fast besser als unter Windows. Dort haben sich immer die Fenster komisch verhalten. Für die Bresser Kamera ist nur eine abgespeckte Version der Software verfügbar. Habe die bis jetzt nur kurz angeschaut, sieht definitiv billiger aus als die Windows Version aber scheint zu funktionieren und ich habe bis jetzt nichts gesehen was ich vermissen würde. Ich habe mich jetzt sowieso mit ImageJ angefreundet, das musste ich nicht neu einrichten sondern einfach die entsprechenden Dateien von der Windows Kiste auf ne Speicherkarte kopieren und am richtigen Ort einfügen. Die Kameras liefern ja gleiche Auflösung, egal auf welchen Betriebssystem, also bleibt die ganze Kalibrierung auch gleich.
Yeah, endlich wieder ein Computer der einfach einige Jahre tadellos funktioniert ohne mich zu immer nerven. 
Grüezi
Ich habe weiter an dem Pilz herumgebastelt.
Wieder ein Querschnitt durch ein Blatt. Rechts ein Aecium I mit Aeciosporen (Isp.). Das orange Zeug links müsste ein Spermogonium 0 sein.
Ein Spermogonium 0 mit Spermatien (0sp.)
Spermogonium
Bah ich find das krass kompliziert. Das ist ja erst die Hälfte der Entwicklungsstadien von Rostpilzen. Nur für die Bestimmung müsste man sich das ja nicht unbedingt so genau anschauen. Aber ich will es verstehen und ich bin der Typ der immer alles selber sehen und erfahren muss um es zu begreifen...
Grüezi
Wie an anderer Stelle bereits erwähnt habe ich mir ein nettes kleines Handbuch über pflanzenparasitische Kleinpilze zugelegt. Für die Uneingeweihten eine kurze Definition des Wortes Handbuch: Ein Handbuch ist ein Buch, das vom Format her kleiner als A4 gehalten ist aber mindestens 1000 Seiten hat und über 2kg wiegt. Diese Bedingungen sind bei diesem Werk alle erfüllt womit man es mit gutem Recht als Handbuch bezeichnen kann.
Über Weihnachten habe ich mir genug Wissen über Botanik angeeignet um anzufangen Pflanzen zu schlüsseln. Das habe ich mit der Freundin am Wochenende mal versucht. Dabei ist uns ein Pflänzchen aufgefallen, das aussieht wie eine Erdbeere aber keine ist. Es handelte sich um Potentilla sterilis. Den zugehörigen Phytoparasit mussten wir gar nicht suchen, der war gleich dabei. Mit meinem neuen Handbuch war die Bestimmung auch nicht schwierig, es handelt sich um Phragmidium fragariae, der - anders als der Name vermuten lässt - nie oder fast nie auf Erdbeere wächst. Da lag bei der Benennung wohl eine Verwechslung vor.
Hier habe ich mal versucht zu beschriften was man sieht. Allzuviel habe ich aber noch nicht verstanden von diesen Rostpilzen. Ist bisschen komplizierter als die Ascomyceten.
Querschnitt durch ein Blatt mit einem Sorus vom Caeoma-Typ
1 Untere Epidermis
2 Aeciosporen/Aecidiosporen
3 Paraphysen
4 Hyphengeflecht im Schwammparenchym?
5 Palisadenparenchym
6 Schwammparenchym
7 Obere Epidermis
Hi
Ich bin ziemlich sicher dass auf deinen Bildern gar keine Asci sondern nur Paraphysen zu sehen sind. Ich hatte schon öfters irgendwelche Haarbecherchen wo ich schlicht keine Asci sondern nur Paraphysen gefunden habe. Wieso weiss ich nicht genau. Unreif sahen sie nicht aus, vielleicht frostgeschädigt oder steril...
Grüezi
Hier habe ich wohl Hypomyces aurantius gefunden. Bis jetzt habe ich nur Konidien gefunden, keine Ascosporen. Aber ich denke mit der KOH-Reaktion und dem Wachstum auf einem alten Porling sollte das eindeutig sein.
Diese Aufnahme habe ich im Feld mit dem Händi durch eine 10x Lupe gemacht. Gar nicht mal so übel. Am Computerbildschirm sieht es jetzt zwar doch nicht mehr so gut aus.
KOH- Reaktion
Konidien
Hi Sandra
Ich kann dir bei der Bestimmung nicht helfen, ich kenne diese Pilze nicht. So grosse Pilze springen mir irgendwie einfach nicht ins Auge. 
Wenn du in Melzer gemessen hast kommt die Differenz wahrscheinlich davon. Kannst mal ein Präparat in Wasser machen, scharf stellen, vorsichtig einen Tropfen Melzer (oder für Ascos besser Lugol) an die Kante des Deckgläschens geben und mit der Nadel ggf etwas an der Kante entlang verteilen. Wenn das einzieht kannst du durch die Okulare live beobachten was passiert wen das Iod auf die Asci trifft. Iodreagenzien sind eigentlich auch keine Färbemittel, die braucht man um zu sehen ob eine Reaktion stattfindet.
Anm.: Um das Bild unverzerrt und in voller Auflösung zu sehen, bitte Original anschauen (Lupe anklicken)! Irgendwie trickst mich die Software immer aus, so daß alle meine Fotos "breitgequetscht" im Forum zu sehen sind. Kann aber auch sein, daß ich das nur auf dem ipad so sehe...
Hi
Den Fehler hab ich auf allen Android und iOS Geräten.
Klasse ! Spitzenaufnahme, Phillip. Ja, das mit den Phytos wird dir noch zum Verhängnis werden, ich bin auch schon angefixt! Da hockt man dann oft in der Wiese und wird müd von Passanten belächelt, was man da so tut....
Hi
Bin nicht sicher ob du vielleicht Björns Fotos meinst? Ich habe nur mit dem Händi durchs Okular fotografiert, mein Wohlgefallen an einem kleinen Pflänzchen ausgedrückt und den Verdacht geäussert, dass da vielleicht Phytos drauf wachsen könnten. Worauf dann (oh Wunder ) Björn sofort zur Stelle war.
Du bist ja ein Vassspögelchen!
Grüezi
Pilidium acerinum mit Händi durchs Okular fotografiert... Dem Namen nach auf Ahorn, nach Lit. aber auch auf anderem Laub. Hier auf Buche. Bestimmt mit Ellis&Ellis.
Wieso merke ich erst jetzt dass es auch winzige Pflanzen gibt? Das ist ja herzig! Das sollte das Frühlings-Hungerblümchen Draba verna, die häufigste mitteleuropäische Art aus der Familie der Brassicaceae sein. Man sieht sogar ein Schötchen. Die Familie hab ich selbst erkannt, auf die Art bin ich mit ner Händi Äpp gekommen. 
Jetzt wo ich das Standardwerk über Pflanzenparasitische Kleinpilze gekauft habe müsste ich eigentlich noch nachschlagen ob da auch ein Pilz drauf wächst. 
Hi Andreas
Was bedeutet "die echte M. cinerea"? Und hast du Literaturempfehlungen für diese Gattung?
Hi
Das sieht nach einem Vertreter der Gattung Mollisia aus. Welche Art weiss ich nicht und ob man das überhaupt makroskopisch festmachen kann auch nicht. Auf jeden Fall sehr hübsche Dinger!
Hi Andreas
Für die beiden Bände kann man durchaus 150€ bezahlen. In der Schweiz sogar bis zu Fr. 225 / ca. €200.
Hi Oliver
Interessant wäre aber, wenn jemand etwas zur 123Pilze-App sagen kann.
Bestimmungsfunktionen taugen bisschen was wenn man nicht zu viele Merkmale eingibt, Bestimmung nach Fotos ist unbrauchbar. Speisewerte sind viel zu gut angegeben und es sind auch viele Fehler drin. Für den Preis aber ganz okee, umfasst immerhin fast 3800 Arten. In Papierform trägt man das nämlich nicht im Wald herum.
Grüezi
Ich habe mal einen Mikrometer gekauft mit dem ich mir einen Anschlag basteln wollte um die Klinge zu führen. Hab ich dann aber nicht gemacht. Ich mache die Schnitte mit einer halbierten Rasierklinge unter der Stereolupe bei 6-16x Vergrösserung in der unteren Hälfte des Blickfeldes damit ich eine Fläche der Klinge sehe. Das Objekt lege ich auf ein Stück richtig dickes glattes Papier damit ich es gut verschieben kann ohne den Finger auf dem Objekt zu bewegen. Die Klinge Stelle ich am Fingernagel an. Der Rest ist Übung, Geschicklichkeit, Geduld....
€1: Die richtige Dosis Kaffee hilft natürlich auch. Ausserdem ist es sehr hilfreich wenn die Katze zufrieden auf dem Sofa schläft und nicht um die Stereolupe streicht.
€2: Ach ja, und um die Schnitte dann auf den Objektträger zu befördern habe ich meine Präpariernadeln selbst nachgeschliffen, so spitz wie nur irgendwie möglich. Die waren viel zu grob.
Grüezi
Ich habe wieder mal eine Orbilia mitgenommen... Auf Rinde von abgestorbenem, stehenden Ahorn, Durchmesser ca. 10cm. Die gute Nachricht: Ich glaube ich kann mittlerweile ziemlich gut dünne Schnitte unter der Stereolupe anfertigen. Die schlechte Nachricht: Ich bin immer noch meilenweit von einer Bestimmung entfernt. Das ist auch keine Bestimmungsanfrage, ich kann sowieso nicht ansatzweise genug Infos dafür liefern. Mit dem Schlüssel in der Monografie bin ich komplett überfordert...
Zudem habe ich im Buchenlaub gewühlt... Das hier müsste eigentlich Petrakia liobae sein.
Pseudothecium (ist das ein Pseudothecium?) im Querschnitt in Baumwollblau.
Hi Digi Haha sorry, kleiner Scherz. die meisten grüssen hier mit ihrem richtigen Namen.
Wie hast du die Nachkommastellen von 3 auf 1 gesetzt?
€ Ok, hat sich erledigt. Ich habe die Datei so lange angestarrt bis sie mir verraten hat welche 3 ich mit einer 1 ersetzen muss... Ich verstehe sehr wenig von solchem Kram, ich weiss nur was Code und was Kommentar ist darum hab ich es dann trotzdem gefunden...
Hi
Ich habe in B. Wergens Handbook of Ascomycota geblättert und mir ist auch aufgefallen dass die Sporen von Alneucium auctum genau so aussehen wie die auf deinen Bildern.
Hi und Willkommen
Ich kenne den Silberröhrling zwar selber nicht, für mich sieht das aber eher nach dem Wurzelnden Bitterröhrling aus. Eine kleine Geschmacksprobe (ausspucken!) sollte da Klarheit bringen.
Das Wort App solltest du hier nicht zu oft schreiben, das ist hier für manche irgendwie ein rotes Tuch. Ich persönlich finde zwar dass eine gute App genau so gut ist wie ein Buch für Anfänger. Wenn dir deine App huet den Wurzelnden Bitterröhrling aber nicht wenigstens als Verwechslungspartner vorschlägt würd ich eine bessere kaufen. 😉
Grüezi
Dann sind meine 2.5/mm beim Rotrandigen Baumschwamm ja doch nicht so weit daneben. Beim Zunderschwamm kam ich auf etwas weniger bei einer zweiten, wahrscheinlich besseren Zählung: 1321/cm^2 das wären dann 13/mm^2 oder 3.6/mm
Funktioniert also ziemlich gut mit ImageJ, weiss aber nicht ob es nicht trotzdem praktischer wäre unter dem Stereomikroskop oder sogar mit einem Fadenzähler entlang einer Strecke zu zählen und dann zu dividieren. Ich komme mit einem Fadenzähler jedenfalls etwa auf die gleichen Ergebnisse.
Hi
Dann werden es aber noch weniger als ich beim Rotrandigen Baumschwamm erwarten würde. Wenn ich am Rand abgeschnittene mitzähle sind es heuntergerechnet etwa 2.5 Poren pro mm, wenn ich diese nicht mitzähle sind es nur noch 2.3 pro mm. Eigentlich müssten es 3-5 pro mm sein.
Grüezi mitenand
Mir ist gerade aufgefallen, dass man die Fehlerquote in der Auszählung ganz einfach abschätzen kann. In den Messresultaten wird auch die Fläche der gezählten Objekte angezeigt. Alle Werte die viel kleiner sind wie der markierte können keine Poren sein. Wenn ich dort alles durchscrolle ist die Fehlerquote Pi mal Handgelenk aber ziemlich klein und spielt auch keine grosse Rolle wenn es nachher sowieso auf mm oder mm^2 runterrechnet. (€ Ich sehe zwar grad, dass da doch ziemlich viele Objekte sind, die in der Fläche deutlich abweichen, aber nicht so deutlich wie File 1451. File 1441, 1445,1456 zum Beispiel.) Man könnte die Fehlerquote sicher auch noch weiter runter bringen indem man das Bild mehr bearbeitet und in Analyze Particles ein Häkchen setzt bei Exclude on edges.
Ich habe hier noch einen Rotrandigen Baumschwamm und einen Wulstigen Lackporling, mal schauen ob es damit auch so einfach klappt.
Hm... Ich habe 3 Bilder vom Rotrandigen Baumschwamm ausgezählt und bin eigentlich der Meinung dass die Resultate genauer sein müssten als der erste Versuch. Process/Filters/Median ist ziemlich nützlich. ImageJ setzt dann jeden Pixel auf den Durchschnitt der umliegenden Pixel wobei man eine Zahl angeben kann wie gross diese Bereich sein soll. In einem binären Bild wird dann logischerweise auf 0 oder 255 gerundet womit man viele Fehler eliminieren kann. Offensichtliche Fehler habe ich von Hand mit dem Pinsel-Tool entfernt.
Aber ich komme je nach Ausschnitt auf 621, 636 und 677 Poren pro cm^2 was dann pro mm ca. 2.5 Poren wären. Nach meiner (nicht sehr umfangreichen, nur BK PdS 2 und Funghi of temperate Europe) Literatur ist das etwas zu wenig.
Den Lackporling habe ich nicht versucht. Dort sind so viele Poren verstopft dass es wohl keinen Sinn macht so zu zählen.
