Beiträge von Mushroom Martin

Hallo,
ich frage mich, wieso das Programm solche großen Kästen zieht? Wie zieht man denn ganz normale Linien?

LG Martin

Hallo zusammen,

nachdem ich auf Kaninchendung Schizothecium tetrasporum gefunden habe, bin ich nach weiterer Recherche auf folgenden Artikel gestoßen: https://mycosphere.org/pdf/MYCOSPHERE_16_1_19.pdf

Hinter Schizothecium tetrasporum verbergen sich laut dieser Studie 18 Arten in insgesamt 3 Komplexen.

LG Martin

Hallo Alex,

du musst in einer PSV-Prüfung nicht jeden einzelnen Pilzfruchtkörper (also 100%) einer bestimmten Gattung zuordnen können. Wenn ein oder zwei Pilzfruchtkörper darunter sind, die du gar nicht bestimmen kannst, dann kannst du das auch so kommunizieren (in der praktischen Korbkontrollprüfung). Eine gewisse Gattungskenntnis wird aber definitiv vorausgesetzt. Aber trotzdem gilt aus meiner Sicht: lieber einen Pilz als nicht kenntlich bestimmen, als eine Fehlbestimmung! Relevant sind vor allem die tödlich giftigen Arten und giftigen Arten. Außerdem natürlich eine Reihe von Speisepilzen die du kennen solltest.
Untypische Exemplare wirst du sehr wahrscheinlich bekommen. Die bekam ich auch damals während der Prüfung. Darunter waren zum Beispiel absichtlich abgeschnittene Amanita-Arten, Gifthäublinge nur mit Hut und ohne Stiel, kleinste Pilzfragmente die nicht mehr zuordbar waren, usw. Es ist auch gut, dass dies so passiert, denn in deiner anschließenden Tätigkeit als PSV wird man oft mit solchen bzw. unvorhersehbaren Situationen konfrontiert.

Speisepilze mit Merkmalsabweichungen würde ich persönlich niemals freigeben. Die PSV-Prüfung setzt auch eine gewisse Erfahrung voraus. Die Prüfer werden das auch merken. Du solltest in die Prüfung sehr gut vorbereitet starten. Unsicherheit kommt auch nicht gut an, denn mit der Prüfung sollst du auch zeigen, dass du Pilze wirklich sicher einschätzen kannst im Hinblick auf ihren Speisewert. Wenn du mal PSV bist und regelmäßige Pilzwanderungen durchführen solltest, dann wird es ständig zu unvorhersehbaren Situationen kommen auf die du adäquat reagieren musst. Ich persönlich wurde auch schon einiges gefragt auf meinen Pilzwanderungen, was ich davor nie in einer Prüfung oder einem Buch gelesen oder recherchiert habe. Dann kommt es auf das verknüpfte und zusammenhängende Wissen an. Bereite dich so gut es geht vor. Gattungen zuzuordnen wirst du mit mehr Erfahrung immer besser lernen können. Ich wünsche dir eine gute Vorbereitung und viel Erfolg.

LG Martin

Hallo Markus,

konntest du die Basidien schon mikroskopieren?

LG
Martin

Zitat von Josef-08

Gerne,

kann aber noch etwas dauern.

Übrigens:

Die Probleme scheinen dem Entwickler bekannt zu sein. Zitat auf der Webseite: "Anzeigeprobleme: In einigen Fällen kann die Anwendung Darstellungsfehler oder Verzerrungen aufweisen. Dies liegt an einer Inkompatibilität (bedingt durch die Entwicklung der Anwendung) mit den Spezifikationen der verwendeten Bildschirme. Sie können das Problem beheben, indem Sie die Systemeinstellungen Ihres Bildschirms anpassen . Die optimale Auflösung beträgt 1920 x 1080 Pixel bei 100 %. Eine Lösung für dieses Problem wird in Kürze verfügbar sein."

Danke für die Info! Habe ich ausprobiert mit genau diesen Parametern und hat leider nicht funktioniert. Vermutlich wird sich das aber mit diesem neuen Update dann beheben.

Zitat von Josef-08

Hallo Martin,

Da mein jetziger Rechner nicht für Windows 11 geeignet ist, steht mir demnächst auch eine Neuanschaffung ins Haus. Bin mal gespannt.

LG, Josef

Hallo Josef,

dann viel Erfolg! Berichte doch gerne mal von deinen Erfahrungen.

LG Martin

Zitat von boccaccio

Hallo Martin,

ich habe bei meiner Fiji-Installation einen Ordner Fiji.app/plugins/Scripts/Analyze/Microscope Measurement Tools/, der die Dateien Choose_Microscope_Calibration.py, Draw_Measurement_-_Line.py, Microscope_Calibrations_user_settings.py und Microscope_Calibrations_user_settings$py.class enthält.

Vitus Schäfftlein hat übrigens in der Zwischenzeit die ganze Sache noch deutlich weiter optimiert. Die Microscope Measurement Tools braucht man dann gar nicht mehr und man kann nach dem Laden des ersten Bildes direkt losmessen. Außerdem hat er auch mein Auswerte-Script in Fiji integriert. Vielleicht findet er ja Zeit, seine Entwicklung hier mal genauer vorzustellen.

Björn

Alles anzeigen

Hallo Björn,

ich habe einen neuen Ordner angelegt mit dem Namen "Scripts". Der erscheint wohl erst dann, wenn vorher schon andere Dateien von Image J hineingelegt werden. Anders kann ich es mir nicht erklären wieso dieser sonst fehlt.

Wichtig ist wohl noch, dass die Kalibrierung immer auch abhängig ist von der Pixelgröße des Bildes. D.h. wenn man in den Kameraeinstellungen die Megapixel ändert, dann müsste man meinem Verständnis nach wieder neu kalibrieren, da die Kalibrierung abhängig ist von den Megapixeln. Image J rechnet die Distanz mit den Pixeln um.

Ansonsten klappt das wirklich gut mit dem Programm, wenn man sich etwas an das programmieren gewöhnt.

LG Martin

Zitat von boccaccio

Hallo zusammen,

wer mikroskopiert wird regelmäßig in der Situation sein, daß er oder sie eine hinreichend große (>=20) Sporen eines Pilzes vermessen muß. Deshalb ist es hilfreich, wenn man dafür einen möglichst effizienten Arbeitsablauf hat. Ich hatte mich zu diesem Thema die Tage mit Vitus Schäfftlein ausgetauscht und dabei meinen Workflow noch etwas optimiert und möchte aus diesem Grund hier einmal vorstellen, wie ich Sporen mit Fiji/ImageJ und einem kleinen Python-Script vermesse. Ich selber nutze auf meinem Rechner Linux als Betriebssystem, aber im Prinzip funktioniert alles (mit entsprechenden Anpassungen) auch unter Windows oder MacOS, da Fiji/ImageJ ein Java-basiertes Programm ist.

Zunächst einmal muß man Fiji/ImageJ installieren. Die entsprechenden Downloads gibt es hier. Des weiteren benötigen wir die Erweiterung Microscopic Measurement Tools, die man hier herunterladen kann. Dort ist dann auch erklärt, in welchen Ordner von Fiji man die Erweiterung stecken muß, wie man seine Meßskala kalibiert und dauerhaft abspeichert. Wenn das alles geschafft ist, startet man Fiji und öffnet ein zu vermessendes Bild.

Nun kann man das Tool zum Ziehen von geraden Linien auswählen und damit eine gerade Linie von der Sporenspitze zur Sporenbasis ziehen. Anschließend drückt man 't' und erzeugt auf diese Weise eine sogenannte "Region of Interest" ROI, die im sich öffnenden ROI Manager angezeigt wird. Dann zieht man eine Linie über die Sporenbreite, drückt wieder 't' und hat eine weitere ROI erzeugt. Das wiederholt man dann Sporen für Spore, wobei man im ROI Manager die Option "Show All" aktivieren kann, damit man die bereits gezogenen Linien dauerhaft angezeigt bekommt. Nach einiger Zeit sieht das Ganze dann so aus

Jetzt wählt man unter Analyze > Microscope Measurement Tools > Choose Microscope Calibration die entsprechende Umrechnung von Pixeln in Mikrometern aus. Um diesen Schritt möglichst effektiv zu gestalten, kann man sich natürlich eine Tastenkombination für das Aufrufen dieses Fensters definieren.

Anschließend wählt man im ROI Manager alle bisher gezogenen Linien aus (einfach mit der Maus auf eine ROI im ROI Manager klicken und dann Strg+A drücken) und wählt dann im ROI Manager "Measure" aus. Es öffnet sich ein neues Fenster, das dann u.a. die Länge der gemessenen Linien in µm zeigt. Falls dort nicht nur Winkel und Länge, sondern auch noch andere Größen angezeigt werden, die man eigentlich gar nicht braucht, kann man bei Analyse > Set Measurements seine Einstellungen entsprechend so anpassen:

Das Ergebnis der Messung sieht dann am Ende so aus

Jetzt möchten wir natürlich Mittelwert, Standardabweichung sowie Minimal- und Maximalwerte von Sporenlänge, Sporenbreite und Länge-Breite-Verhältnis bestimmen. Dafür gibt es zwei Möglichkeiten. Entweder wir speichern unsere Meßergebnisse über File > Save as (Strg+S) in eine Datei, oder wir markieren wieder mit Strg+A alle Inhalte unserer Meßtabelle und kopieren sie mit Strg+C in die Zwischenablage. Im Folgenden stelle ich erstmal diesen zweiten Weg vor. Der Inhalt der Zwischenablage kann nun mit folgendem Python-Script entsprechend bearbeitet werden.

Python

#!/usr/bin/env python
# -*- coding: utf-8 -*-

import numpy as np
from sys import stdin

i=0
last_column_even=[]
last_column_odd=[]

for line in stdin:
    if line=='\n':
        break
    i=i+1
    parts=line.split()
    value=float(parts[-1])
    if i % 2 == 0:
        last_column_even.append(value)
    else:
        last_column_odd.append(value)



print(f"")
print(f"")
print(f"")
print(f" # | Länge (µm) | Breite (µm) |  Q  |")
print(f"---|------------|-------------|-----|")

q=[]
q=[a/b for a,b in zip(last_column_odd,last_column_even)]

for i,l_c in enumerate(last_column_odd):
    print(f"{i+1:>2} |    {last_column_odd[i]:>4.1f}    |     {last_column_even[i]:>4.1f}    | {q[i]:.1f} |")

print(f"")

laenge=np.mean(last_column_odd)
laenge_std=np.std(last_column_odd)
breite=np.mean(last_column_even)
breite_std=np.std(last_column_even)
Q=np.mean(q)
Q_std=np.std(q)

laenge_min=np.min(last_column_odd)
laenge_max=np.max(last_column_odd)
breite_min=np.min(last_column_even)
breite_max=np.max(last_column_even)
Q_min=np.min(q)
Q_max=np.max(q)

print(f"Sporenmaße: {laenge:.1f}±{laenge_std:.1f} µm × {breite:.1f}±{breite_std:.1f} µm, Q={Q:.1f}±{Q_std:.1f}")
print(f"            {laenge_min:.1f}-{laenge_max:.1f} µm × {breite_min:.1f}-{breite_max:.1f} µm, Q={Q_min:.1f}-{Q_max:.1f}")

with open("Sporenmaße.txt","w") as g:
    print(f"   | Länge (µm) | Breite (µm) |  Q  |",file=g)
    print(f"---|------------|-------------|-----|",file=g)
    for i,l_c in enumerate(last_column_odd):
        print(f"{i+1:>2} |    {last_column_odd[i]:>4.1f}    |     {last_column_even[i]:>4.1f}    | {q[i]:.1f} |",file=g)
    print(f"",file=g)
    print(f"Sporenmaße: {laenge:.1f}±{laenge_std:.1f} µm × {breite:.1f}±{breite_std:.1f} µm, Q={Q:.1f}±{Q_std:.1f}",file=g)
    print(f"            {laenge_min:.1f}-{laenge_max:.1f} µm × {breite_min:.1f}-{breite_max:.1f} µm, Q={Q_min:.1f}-{Q_max:.1f}",file=g)

g.close()

Alles anzeigen

Konkret sieht das dann so aus. Man ruft in der Konsole das Script auf und kopiert dann mit Strg+Shift+C den Inhalt der Zwischenablage

Drückt man nun Enter, erscheint das Ergebnis

Das Ergebnis wird dann auch noch in eine Datei Sporenmaße.txt gespeichert. Hat man sich alternativ oben dafür entschieden, die Meßergebnisse in eine .csv-Datei zu speichern, kann man folgendes Script benutzen (der Speicherort der csv-Datei muß natürlich entsprechend angepaßt werden):

Code

#!/usr/bin/env python
# -*- coding: utf-8 -*-

import numpy as np

last_column_even=[]
last_column_odd=[]

print(f"   | Länge (µm) | Breite (µm) |  Q  |")
print(f"---|------------|-------------|-----|")

with open('/directory/of/file/Results.csv','r') as f:
    i=0
    next(f)
    for line in f:
        i=i+1
        parts=line.split(",")
        value=float(parts[-1])
        if i % 2 == 0:
            last_column_even.append(value)
        else:
            last_column_odd.append(value)

q=[]
q=[a/b for a,b in zip(last_column_odd,last_column_even)]

for i,l_c in enumerate(last_column_odd):
    print(f"{i+1:>2} |    {last_column_odd[i]:>4.1f}    |     {last_column_even[i]:>4.1f}    | {q[i]:.1f} |")

print(f"")

laenge=np.mean(last_column_odd)
laenge_std=np.std(last_column_odd)
breite=np.mean(last_column_even)
breite_std=np.std(last_column_even)
Q=np.mean(q)
Q_std=np.std(q)

laenge_min=np.min(last_column_odd)
laenge_max=np.max(last_column_odd)
breite_min=np.min(last_column_even)
breite_max=np.max(last_column_even)
Q_min=np.min(q)
Q_max=np.max(q)

print(f"Sporenmaße: {laenge:.1f}±{laenge_std:.1f} µm × {breite:.1f}±{breite_std:.1f} µm, Q={Q:.1f}±{Q_std:.1f}")
print(f"            {laenge_min:.1f}-{laenge_max:.1f} µm × {breite_min:.1f}-{breite_max:.1f} µm, Q={Q_min:.1f}-{Q_max:.1f}")

with open("Sporenmaße.txt","w") as g:
    print(f"   | Länge (µm) | Breite (µm) |  Q  |",file=g)
    print(f"---|------------|-------------|-----|",file=g)
    for i,l_c in enumerate(last_column_odd):
        print(f"{i+1:>2} |    {last_column_odd[i]:>4.1f}    |     {last_column_even[i]:>4.1f}    | {q[i]:.1f} |",file=g)
    print(f"",file=g)
    print(f"Sporenmaße: {laenge:.1f}±{laenge_std:.1f} µm × {breite:.1f}±{breite_std:.1f} µm, Q={Q:.1f}±{Q_std:.1f}",file=g)
    print(f"            {laenge_min:.1f}-{laenge_max:.1f} µm × {breite_min:.1f}-{breite_max:.1f} µm, Q={Q_min:.1f}-{Q_max:.1f}",file=g)

f.close()
g.close()

Alles anzeigen

Ruft man das Script dann auf, erhält man direkt das Ergebnis

welches auch wieder zusätzlich in eine Datei Sporenmaße.txt geschrieben wird.

Björn

Alles anzeigen

Hallo Björn,

kann es sein, dass die Ordner in ImageJ mal umgestellt wurden? Es soll laut Anleitung der Ordner Analyze in Fiji.app/plugins/Scripts gepackt werden. In meiner Version gibt es aber diese 2 Pfade.
- Fiji.app > scripts > plugins
- Fiji.app > plugins

In welchen der beiden Pfade soll nun der Ordner eingefügt werden? Die Anleitung ist von 2015, scheinbar wurde mit der Zeit mal etwas umgestellt.

LG Martin

Hallo Josef,

auf meinem Laptop läuft sie auch ohne Probleme. Auf meinem neuen Computer allerdings nicht. Scheinbar liegt das an der "älteren" Programmierung der Software. Damit kommen neuere Grafikkarten/Systeme nicht klar.

LG Martin

Hallo zusammen,

ich wollte gerade Piximetre installieren. Jedoch funktioniert es nicht da es scheinbar Probleme mit der Skalierung gibt.

Gemini schreibt dazu folgendes:

Das Problem liegt an einer technologischen Kluft zwischen altem Programmcode und moderner Hardware. Hier ist die einfache Erklärung, warum Piximètre bei dir so "kaputt" aussieht:

1. Die Pixeldichte (DPI)

Moderne Laptops und Monitore haben sehr viele Pixel auf kleiner Fläche (High DPI). Damit die Schrift für uns nicht winzig klein wird, nutzt Windows eine Skalierung (z. B. 150 % oder 200 %).

• Moderne Programme sind "flüssig" gebaut: Sie merken, dass skaliert wird, und ordnen ihre Knöpfe und Texte neu an.
• Piximètre wurde mit einer älteren Technologie (Windows Forms) programmiert. Es hat ein starres Layout. Die Knöpfe "wissen" nicht, dass sie Platz machen müssen, wenn der Text durch die Skalierung größer wird. Deshalb schieben sie sich übereinander.

2. Das "ClickOnce"-Gefängnis

Wie wir vorhin gesehen haben, wird Piximètre über "ClickOnce" installiert.

• Das Programm läuft in einer geschützten Umgebung (Sandboxing).
• Deshalb greifen die normalen "Kompatibilitätseinstellungen", die man sonst bei alten Spielen oder Programmen nutzt, oft ins Leere. Windows darf in diesen speziellen Bereich nicht so einfach eingreifen, um das Interface "geradezurücken".

3. Fehlende Grafik-Bibliotheken

Piximètre versucht, bestimmte Fenster (wie das "AutoDetect"-Fenster in deinem Screenshot) über das System zu steuern. Wenn Windows 10 oder 11 dem Programm nicht exakt die Grafikumgebung von früher simuliert, "stürzt" das Design ab, obwohl das Programm im Hintergrund eigentlich rechnet.

Hab schon vieles versucht: DPI-Einstellungen, Skalierungseinstellungen, Textdatei geschrieben mit Quellcode damit die Skalierung individuell angepasst wird. Jedoch funktioniert nichts. Meine Hardware ist ziemlich neu mit Windows 11.
Vielleicht hat ja noch jemand eine Idee ?

LG Martin

Hallo,

habt ihr schonmal versucht mit KI automatisiert Sporen zu vermessen? Hat bei mir gut geklappt. Dazu einfach einfach einen kalibrierten Maßstab ins Bild einfügen und dann das Bild in einen KI-Chat transferieren (z.bsp. chat gpt) mit der Aufforderung die Sporen zu vermessen. Dann hat man sofort das Ergebnis.

LG Martin

Hallo zusammen,

ich verkaufe folgende Titel. Die Bilder sind Originalaufnahmen der zu verkaufenden Bücher. Bei Interesse Anfrage per PN.

• Weitere Bücher:
  Pilzkompendium. Band 1: Abbildungen. Die kleineren Gattungen der Makromyzeten mit lamelligem Hymenophor aus den Ordnungen Agaricales, Boletales und Polyporales. IHW-Verlag, Eching 2001, ISBN 3-930167-42-5.
• Pilzkompendium. Band 1: Beschreibungen. Die kleineren Gattungen der Makromyzeten mit lamelligem Hymenophor aus den Ordnungen Agaricales, Boletales und Polyporales. IHW-Verlag, Eching 2001, ISBN 3-930167-43-3.
• Pilzkompendium. Band 2: Abbildungen. Die größeren Gattungen der Agaricales mit farbigem Sporenpulver (ausgenommen Cortinariaceae). Fungicon Verlag, Berlin 2007, ISBN 978-3-940316-00-4.
• Pilzkompendium. Band 2: Beschreibungen. Die größeren Gattungen der Agaricales mit farbigem Sporenpulver (ausgenommen Cortinariaceae). Fungicon Verlag, Berlin 2007, ISBN 978-3-940316-01-1.
• Pilzkompendium. Band 3: Abbildungen. Die restlichen Gattungen der Lamellenpilze mit weißem Sporenpulver – ausgenommen Melanoleuca. Fungicon Verlag, Berlin 2012, ISBN 978-3-940316-02-8.
• Pilzkompendium. Band 3: Beschreibungen. Die restlichen Gattungen der Lamellenpilze mit weißem Sporenpulver – ausgenommen Melanoleuca. Fungicon Verlag, Berlin 2012, ISBN 978-3-940316-03-5.
• Pilzkompendium. Band 4: Abbildungen. Cortinariaceae I – Cortinarius (part I), Galerina, Hebeloma, Hebelomina, Inocybe, Phaeogalera. Fungicon Verlag, Berlin 2017, ISBN 978-3-940316-04-2.
• Pilzkompendium. Band 4: Beschreibungen. Cortinariaceae I – Cortinarius (part I), Galerina, Hebeloma, Hebelomina, Inocybe, Phaeogalera. Fungicon Verlag, Berlin 2017, ISBN 978-3-940316-05-9.
• Rote Listen (Saarland, Großpilze Deutschland, Phytoparasitäre Pilze)

Zeitschriften

- Zeitschrift für Mykologie (diverse Jahrgänge)

- Der Tintling (Heft 1 bis aktuelle Ausgabe)

- Südwestdeutsche Pilzrundschau (diverse Jahrgänge)

- Beihefte zur Zeitschrift für Mykologie

- Mycologia Helvetica (insgesamt 8 Ausgaben, Jahgänge 1983 – 1986)

- Mitteilungen der Pollichia

- Boletus (diverse Jahrgänge)

- Internationale Zeitschriften wie Fungal Biology, Field Mycology, Fungal Biology Reviews, Fungal Ecology, usw…

Auf Anfrage auch noch weitere Titel Verfügbar.

LG Martin

Hallo zusammen,

ich verkaufe meine Fungi Europaei Bände. Wer Interesse hat, bitte per PN melden.

1 Capelli Agaricus 1984 Zustand gut

2 Alessio Boletus 1985 Zustand gut

2A Alessio Boletus-Supplement 1991 Zustand gut

3 Alfredo Riva Tricholoma 1988 Zustand gut

3A Alfredo Riva Tricholoma-Supplement 1988 Zustand gut

4 Gandusso/Lanzoni Lepiota 1990 Zustand gut

5 Noordeloos, M.E. Entoloma 1992 Zustand Ecken und Rücken leicht bestoßen

6 Candusso Hygrophorus 1997 Zustand Ecken leicht bestoßen

7 Basso, M. Lactarius 1999 Zustand gut

8 Landurner/Simonini Xerocomus 2003 Zustand gut

9 Neville, Poumarant Amanita 2004 Zustand gut

12 Bernicchia/Gorjon Corticiaceae s.l. 2010 Neuware, unbenutzt

LG Martin

Hallo Ulla,

sind Pilze der Schweiz noch zu haben?

LG Martin

Hallo Dieter,

ich hätte Interesse und würde gerne die Ausgaben der Zeitschrift Südwestdeutsche PIlzrundschau und den Egon Horak kaufen

Hallo Janana,

es fehlen leider viele Angaben und auch Bilder (z.Bsp. von den Lamellen). Nur anhand der Bilder zu äußern ist nicht einmal sicher, ob es überhaupt die Gattung Agaricus ist.

LG Martin

Hallo Björn,

wieder mal tolle Bilder und Dokumentation.

LG Martin

Zitat von Uwe58

Zitat von Mushroom Martin

wie würdet ihr einen "Erstnachweis" einer Pilzart genau definieren?

Hallo

Erstnachweis wo? Das geht für das gesamte Deutschland. Aber auch für Bundesländer gibt es Erstnachweise.

Zitat von zuehli

ich als Landeskoordinator muss natürlich für pilze-deutschland.de Reklame machen. Dort sollten eigentlich die Fundmeldungen aus den verschiedenen Portalen zusammenfließen, wobei die Betonung auf "sollten" liegt.

Wenn eine Art dort nicht vertreten ist, neige ich dazu zu sagen: das ist ein nomineller Erstnachweis.

Ja, so ist es. Pilze Deutschland hat ein hohes Niveau. Und das ist gut so!

Alles anzeigen

Ganz allgemein, zum beispiel für Deutschland oder auf Bundeslandebene. Wie schon oben beschrieben muss man ja für jeden "Erstnachweis" eine sehr gründliche Recherche betreiben, da es ja auch viele nicht-digitalisierte Funde gibt.

LG Martin

Zitat von zuehli

Hallo Martin,

ich als Landeskoordinator muss natürlich für pilze-deutschland.de Reklame machen. Dort sollten eigentlich die Fundmeldungen aus den verschiedenen Portalen zusammenfließen, wobei dei Betonung auf "sollten" liegt.

Wenn eine Art dort nicht vertreten ist, neige ich dazu zu sagen: das ist ein nomineller Erstnachweis.

Dort ist natürlich bei weitem nicht alles drinne, was kartiert werden könnte und manch interessanter Fund landet auch in irgendwelchen Schubladen und verschwindet auf Nimmerwiedersehen.

Wir hatten bspw. bei einer Vereinsexkursion im letzten Jahr Agaricus jacobi (sequenziert) als Erstfund für Deutschland deklariert, ob irgendwelche geheime Quellen die Art auch führen - wer weiß?

Also ich würde die obige Quelle dafür als Maßstab nehmen, was anderes käme aktuell für mich nicht in Frage.

Beste Grüße

Harald

Alles anzeigen

Hallo Harald,

Pilze-Deutschland ist mir natürlich bekannt. Aber schonmal gut zu wissen, wie du das als Landeskoordinator handhabst. Es gibt halt viele weitere Portale bei denen Arten gemeldet werden können. Für Rheinland-Pfalz gibt es den Artenfinder (wobei dort auch deutschlandweit Funde gemeldet werden). Dann z.bsp. noch den NABUnaturgucker. Außerdem gibt es bestimmt Funde, die ja nicht digitalisiert sind. D.h. man müsste doch auch sämtliche Fachzeitschriften durchsuchen, ob nicht schonmal die Art gefunden wurde, wie zum beispiel : Boletus, ZMykol, Abhandlungen der Delattinia, usw?

LG Martin

tolle Dokumentation, danke für die Darstellung!

Hallo zusammen,

wie würdet ihr einen "Erstnachweis" einer Pilzart genau definieren? Ich habe mir diese Frage mal ganz genau gestellt. Prinzipiell ist ja jeder "erste Nachweis" einer Pilzart der "Erstnachweis". Unabhängig wo dieser Fund nun gemeldet wurde. Nun ist es aber so, dass es viele verschiedene Portale gibt um Pilze zu melden. Dann müsste man theoretisch alles an Portalen, Literatur, etc. durchsuchen um dann abzuklären, ob es sich wirklich um einen Erstnachweis handelt. Es gibt auch keine objektive Richtlinie, die das genau definiert.
In der Praxis schaut es wohl so aus: Man schaut in den üblichen Kartierungsdatenbanken ob die Pilzart dort schon gemeldet wurde (also früher Mykis). Ist diese Pilzart dort nicht gelistet, ist es wohl dann der Erstnachweis und kann dann auch so publiziert werden als Erstnachweis.
Mich würde mal interessieren, wie ihr das so betrachtet bzw. definiert?

Noch als Anmerkung: Die Frage hat vor allem dem Hintergrund, wenn ein "Erstnachweis" auch so als solche publiziert wurde.

LG Martin

Hallo Steffen,

ich konnte die Art letzte Woche auch in meinem Garten beobachten. Auch ein Bekannter hat mir einen Standort mitgeteilt. Der scheint dieses Jahr wohl doch häufiger zu sein.
Hier mal die Fotos von meinem Fund:

LG Martin

Zitat von Bibliothekar

Hallo Suillus,

seit dem 17. Jahrhundert waren Vergrößerungen bis zu 270x möglich. Dies blieb aber so bis sehr weit ins 19. Jahrhundert hinein so. Erst Schleiden, Zeiß, Abbe und Schott brachten mit ihrer wissenschaftlichen Beschäftigung mit dem Bau der Mikroskope den Durchbruch in der zweiten Hälfte des 19. Jahrhunderts.

Beste Grüße

Stefan F.

Alles anzeigen

und mittlerweile wurde ja auch das Abbesche-Gesetz erweitert durch Stefan Hell. Wirklich spannend welche Fortschritte es mit der Zeit so gibt...

Hallo Matthias,

vielen Dank für diese tolle Präsentation dieser Lepiota! Sieht ja mal auf den ersten Blick überhaupt nicht danach aus. Rein morphologisch sehen die Lamellen aus wie eine Tricholoma. Das Velum auf Bild 1 sieht aus wie eine Cortina. Das büschelige Wachstum mit diesen Farben erinnert an Hypholoma. Von daher kein typisch-morphologischer Vertreter der Gattung Lepiota. Ein ausgezeichnetes Beispiel wie wichtig die Mikromerkmale sind....
Konntest du auch weiße Sporenpulverfarbe beobachten?

LG Martin

Das heißt über i

Zitat von ogni volta

Hallo Martin, durchaus berechtigte Frage! Die Chance coprophile Arten auf deinem Dung zu finden halte ich zumindest wenn du dich nicht gerade als Selbstversorger verpflegst und deinen Dung auf deinen Feldern ausbringst für recht gering. Diese Arten profitieren schon von einem gewissen Kreislauf zwischen Sporenaufnahme und Ausscheidung. Daher haben sie oft klebrige Anhägsel oder eine klebrige Hülle. So haften sie gut zB an Futterpflanzen und erhöhen die Chance einen neuen Wirt zu finden. Bei Stalltieren die industriell hergestelltes / keimreduziertes Futter bekommen ist dieser Kreislauf gestört und daher sind auch deutlich weniger Copros zu erwarten als bei Wildtieren. Dazu kann dir Elisabeth wenn sie möchte bestimmt mehr erzählen.

Je nach Betrachtungsweise ist das aber nicht unbedingt ein Nachteil. Der Züchter spart sich die Therapie etwaiger, nicht nur pilzlicher Erkrankungen. Der Mensch muss sich nicht alle Monate entwurmen etc. Dennoch gibt es natürlich auch Pilze die uns Menschen kommensalisch besiedeln zB Candida spec. haben wir alle auf der Haut und auch im Darm.

Hier braucht es aber nicht zwingend Kontakt zum Kot.

viele Grüße

Ingo

Ps: Solltest du dennoch ein Experiment durchführen, freue ich mich natürlich wenn du uns die Ergebnisse mitteilst!

Alles anzeigen

Hallo Ingo,

ich würde die Ergebnisse natürlich mit euch teilen! Wann wäre denn so der optimale Zeitpunkt für dieses Experiment?

LG Martin