Hallo Sebastian
Vielen Dank für die ausführliche Antwort, war wirklich sehr interessant für mich.
Bezüglich der Sequenzen wäre es natürlich schon toll, wenn man das irgendwann zu Hause relativ einfach umsetzen könnte. Leider kenne ich mich da überhaupt nicht aus und daher danke ich dir für deine Einschätzung, vielleicht meldet sich ja noch jemand, der sich in der Materie super auskennt und gibt auch noch seine Einschätzung dazu ab.
LG
Benjamin
Hallo Sebastian, hallo zusammen
Erstmal danke Sebastian für diesen spannenden Beitrag. 
Das muss schon toll sein, wenn man eine neue Art neubeschreiben darf, oder? Wie läuft das eigentlich genau ab? Ich nehme an, man kann dann einen eigenen Namen vergeben/vorschlagen und muss dann eine detaillierte Beschreibung mit Sequenzen irgendwo einreichen, oder wie läuft das genau ab? Wie bist du eigentlich auf den Fund vom Italiener oben aufmerksam geworden? Bei der Recherche nach I.queletii?
Also WIE selten sie wirklich ist, weiß man wohl erst, wenn Sequenzen wirklich billig geworden sind und viel mehr Pilzler also ihre Funde sequenzieren lassen.
Ich hätte mal eine laienhafte Frage zum Sequenzieren. Wie wahrscheinlich ist es, dass sich da in der Entwicklung soviel tut, dass man irgendwann in Zukunft selbst mit dem PC sequenzieren kann und das Ganze auch preislich noch einigermassen im Rahmen bleibt? Sodass sich vielleicht z.B. Pilzvereine oder vielleicht sogar Privatpersonen so ein Gerät anschaffen könnten. Oder ist das alles zu kompliziert und wird es voraussichtlich eher noch länger bleiben?
Vielen Dank und LG
Benjamin
Liebe Tuppie
Leider mit etwas Verspätung, aber auch von mir noch alles Gute zum Geburtstag, viel Glück und vor allem Gesundheit. 🎁🍄🍀
Pilze sind wirklich ein schönes Hobby, das auch für etwas Bewegung sorgt, damit man nicht einrostet, wie das nachfolgende Kerlchen: 
LG
Benjamin
Hallo
Hier im Forum hat sich dafür auch der Name Lang-und-dünn durchgesetzt.
LG
Benjamin
Hallo Peter
Vielen Dank.
Ich bin auch eher der Typ für eine feste Adaption. Da muss ich dann nur noch mit der Kamera und der Software fertig werden.
Da bin ich ganz bei dir. 
Die Mikroskopkamera ist bei mir zum Glück ziemlich einfach zu bedienen und mit der Software komme ich langsam auch immer besser zurecht. Angenehm ist auch, dass man schon gemachte Fotos jederzeit wieder laden kann und Sporen, usw. auch im Nachhinein messen kann.
LG
Benjamin
Hallo Reinhard
Du fotografierst also durch das Okular, oder? Ich kann mir vorstellen, dass das ziemlich schwierig ist. Ich habe eine Mikroskopkamera und damit habe ich für das erste Foto schon lange herumgedoktert. Zuerst habe ich eine Weile gesucht, bis ich ein paar Sporen gefunden habe, die mir von der Position und der Form her gefallen haben. Dann habe ich mehrere Fotos gemacht und die zwei ersten Fotos der Sporen oben aus mehreren Einzelfotos mit Picolay gestackt.
Ich weiss nicht genau welches Setup du benutzt, aber evtl. kannst du ja mal im Mikroskopie-Unterforum nachfragen, ob jemand ein paar Tipps hat, wie du die Fotos verbessern könntest: Mikroskopie
Man staunt da oft, was für tolle Ideen manche Nutzer haben.
LG
Benjamin
Hallo liebe Pilzfreunde
Gestern habe ich aus dem Rasen zwei Heudüngerlinge - Panaeolus foenisecii mitgenommen. Eigentlich ziemlich kleine, unscheinbare, braune Pilzchen, die meiner Meinung nach aber unter dem Mikroskop doch sehr schön anzusehen sind. Jedenfalls bin ich als Mikroskopneuling momentan noch ganz fasziniert davon, was man unter dem scharfen Glas alles zu sehen bekommt.
Zuerst drei makroskopische Fotos:
Nur zur Mikroskopie:
Die Sporen:
Cheilozystiden:
Basidien:
Die HDS:
Und zum Schluss noch die Kaulozystiden:
Vielleicht gefallen ja dem einen oder anderen solche Mikrofotos auch.
LG
Benjamin
Hallo Raphael
Vielen Dank für die ausführliche Antwort. Ja, mit den Sporen hatte ich zuerst wirklich Mühe. Ich dachte schon mein Objektiv sei irgendwie defekt oder vom Immersionsöl verschmutzt. Auch waren die Sporen extrem unruhig und wirbelten bei jeder kleinen Bewegung wild umher.
Ja, mit Kongorot wären die Cheilozystiden sicher besser zu sehen. Wahrscheinlich bin ich da auch etwas faul und denke mir, wenn es nicht unbedingt sein muss, bleibe ich lieber beim Wasser. Und das mit dem Quetschen muss ich noch etwas mehr üben, aber ich denke es ist auch dank eurer Tipps mittlerweile schon deutlich besser als ganz am Anfang.
Die Basidien habe ich auch gemessen, da ich mal fast alles wie aus dem PdS darstellen wollte und dort ist auch die Grösse der Basidien angegeben. Aber wenn das meistens nicht relevant ist, werde ich nächstes Mal darauf verzichten. Ja, du hast recht, später messen müsste mit der Software sicher gehen. Kürzlich wollte ich es mal testen, habe aber gerade nicht herausgefunden, wie es geht. Ich werde wohl mal in die Bedienungsanleitung schauen oder kurz bei meinem Händler anrufen und fragen.
Ja, die HDS ist nicht so einfach zu mikroskopieren. Die ganz feinen Hyphen mit 1-2 µm in der obersten Schicht, wie im PdS habe ich auch gefunden und sie sind oben im Foto auch bemasst, aber ich habe gerade gemerkt, dass man die Bemassungen fast nicht sieht. Da ist weiss wohl nicht gerade die optimale Farbe. Das kann man aber sicher auch in der Software umstellen. Da hast du sicher recht, dass man da mit Kongorot mehr sehen würde, vermutlich gerade auch, weil der Hut weisslich ist.
Dann bin ich froh, dass man das durch das Mikroskop nie direkt so sieht, wie auf den Strichzeichnungen aus dem Buch, ich dachte schon ich mache da etwas falsch. Beim Durchfokusieren finde ich sieht es dann schon meistens etwa so aus, wie im Buch.
Die weiteren Punkte für eine vollständige Dokumentation werde ich mir merken, vielen Dank.
LG
Benjamin
Hallo zusammen
Nummer 4 (der als Milchling 3 bezeichnet wurde) ist kein Milchling, sondern mMn Cortinarius bolaris - Rotschuppiger Raukopf.
LG
Benjamin
Hallo Veronika
das drittletzte Bild zeigt etwas wie Reste einer Scheide und da kann es kein Grauer Wulstling sein. Die Knolle sieht eher Rübe artig beim Grauen Wulstling aus.
Ludwig beschreibt den Stiel von Amanita excelsa var. excelsa unter anderem folgendermassen: "lang und meist tief im Boden steckend; Basis fast ohne Knolle; mit eng anliegender Volva, die jedoch meist im Boden zurückbleibt;"
Zudem hat auch Pablo dieses Merkmal schon beschrieben:
Meistens gelingt es mir recht gut, die beiden im Feld zu trennen (unabhängig davon, ob das nun den Status eigener Arten, Varietäten oder nur Formen verdient).
Amanita "excelsa" ist der mit den tendenziell schlanken Fruchtkörpern mit recht tief im Boden eingesenkter, kaum knolliger Stielbasis, die oft von Resten einer brüchigen Scheide umgeben ist.
LG
Benjamin
Hallo Karl
Vielen Dank für deine Einschätzung und die weiteren Informationen, die ich wirklich sehr zu schätzen weiss. Ja, Björn hat mich da wirklich gut durchgeleitet.
LG
Benjamin
Guten Tag Shanks
Das sieht für mich eigentlich nach dem Grauen Wulstling - Amanita excelsa aus. Vergleiche doch mal damit.
LG
Benjamin
Hallo zusammen
Einen weiteren Fund habe ich kürzlich auf morschem Nadelholz, ca. 1800m gemacht. Es handelt sich dabei um einen Helmling. Hut etwa 1 bis 2cm breit, leicht klebrig, hygrophan, gerieft. Lamellen ausgebuchtet und mit Zähnchen herablaufend. Stiel leicht schmierig, zur Basis gräulich. Geruch konnte ich zunächst nicht feststellen, als die Pilze aber in einer Tupperdose im Kühlschrank lagen und ich dann nochmal direkt nach dem öffnen daran gerochen habe, nahm ich einen schwachen Geruch nach Geranien wahr. Geschlüsselt habe ich mit folgendem Schlüssel von Aronsen&Laessoe: https://mycena.no/
Mit dem Schlüssel kommt man makroskopisch eigentlich ziemlich schnell zum Ziel und soweit ich das sehe müsste das Mycena laevigata sein.
1a:
1b:
1c:
1d:
1e:
1f:
1g:
1h:
Nun noch zu den Mikrodaten:
Zuerst zu den Sporen: Ich habe 30 Sporen gemessen und diese lagen bei 6.8 µm (6.4 - 7.4 µm) x 4.3 µm (3.9 - 4.8 µm), Q = 1.6. Die Sporen sind elliptisch, hyalin und mit Tropfen. Sie scheinen sehr empfindlich zu sein und neigen dazu auseinanderzufallen. Wenn man das so sagen kann.
Die Cheilozystiden sind fusiform oder pfriemförmig. Ein paar wenige auch irgendwie geweihförmig:
Hier noch Fotos der Basidien. Ich habe diese mit den Sterigmen gemessen. Es war da schon etwas spät und ich war mir als Anfänger da nicht mehr ganz sicher. Soweit ich jetzt weiss werden diese aber eigentlich ohne Sterigmen gemessen, oder?
Zum Schluss habe ich noch die HDS mikroskopiert. Ich wollte mal diese kleinen Hyphen der obersten Schicht sehen. Die HDS finde ich oft noch etwas schwierig zu mikroskopieren, bzw. zu interpretieren, ob sie mit dem Bild z.B. im PdS übereinstimmt. Dort steht auch etwas von schwach gelatinisiert. Das sagt mir dann auch schon wieder nichts.
Soweit ich gesehen habe, passt auch die Mikroskopie zu M. laevigata, ausser jemand von euch hat etwas dagegen und erhebt Einspruch.
LG
Benjamin
Hallo Andy
Vielen Dank. Ja, zuerst dachte ich mir auch. Oh nein, was habe ich mir da nur wieder angetan. Aber eigentlich ist es ja spannend und zusätzlich auch eine gute Übung. Jetzt habe ich noch den Helmling. Dort bin ich mir bei der Bestimmung aber eigentlich ziemlich sicher. Werde ihn heute oder morgen aber noch hier einstellen.
LG
Benjamin
Hallo Andy
Danke auch dir für deine Einschätzung. Ich denke, damit dürfte die Wahrscheinlichkeit für Entoloma cuneatum mittlerweile schon fast bei 100% liegen.
LG
Benjamin
Hallo Björn
Dann möchte ich mich nochmal ganz herzlich für die grosse Hilfe bei dir bedanken. Das hat mir wirklich sehr weitergeholfen. 
Die Mikroskopie finde ich mittlerweile schon enorm spannend und ich bin so froh, dass hier immer wieder jemand ist, der einem Anfänger, wie mir, zur Seite steht.
Wünsche noch einen schönen Abend und LG
Benjamin
Hallo Björn
Vielen Dank für die Rückmeldung. Hm, das ist nicht gerade einfach. Für mich sah es aber eigentlich schon so aus, wie im ersten Foto. Inkrustiertes Pigment wäre ja wie bei meinem E. hirtipes Fund auf diesem Foto: https://www.pilzforum.eu/attachment/515641-2m-jpg/
Das konnte ich aber nirgendwo sehen. Aber irgendwie tue ich mich beim Mikroskopieren der HDS und auch der Interpretation immer noch sehr schwer.
Wie kann man denn zu 100% sagen, dass es intrazellulär ist? Hauptsächlich mit Erfahrung direkt am Mikroskop oder sind meine Fotos oder das Präparat zu schlecht gemacht?
LG
Benjamin
Hallo Björn, hallo zusammen
Ich habe jetzt die Huthaut mikroskopiert. Wiederum bin ich mir nicht ganz sicher, ob ich das richtig interpretiert habe und wäre daher dankbar, wenn mal jemand schauen könnte. Ist mit intrazellulären Pigment das auf den Fotos gemeint?
Vielen Dank im Voraus und LG
Benjamin
Hallo Björn
Vielen Dank. Ich werde es nachher mal testen und hoffentlich ein paar brauchbare Fotos knipsen.
LG
Benjamin
Hallo nochmal
Super, das freut mich, vielen Dank. Dann bliebe jetzt noch die Huthaut. Wie mikroskopiere ich die hier am besten? Den Hut in der Mitte durchschneiden und dann einen senkrechten Schnitt, möglichst dünn. Dann habe ich etwas Huthaut und etwas Huttrama und das lege ich dann gequetscht in Wasser unters Mikro, oder? Wie sieht intrazellulär eigentlich aus?
Edit: Ich habe gerade gesehen, dass du das Vorgehen beschreiben hast. Vielen Dank, ich werde es mal versuchen. Nur weiss ich leider nicht genau, wie intrazellulär aussehen müsste.
Vielen Dank und LG
Benjamin
Hallo Björn, hallo zusammen
Das mit Kongorot habe ich heute gemacht. Allerdings bin ich mir wieder nicht sicher, wie solche Schnallen genau aussehen sollten. Könnt ihr bitte mal die Fotos anschauen und mir sagen, ob da irgendetwas Schnallen sind. Und falls nicht, kann mir jemand evtl. ein Mikrofoto von so einer Schnalle schicken, damit ich zielgerichteter suchen kann?
Hier mal ein paar Fotos. Schwarz eingekreist habe ich die Stellen, bei denen ich evtl. an eine Schnalle gedacht habe:
Ist da irgendetwas eine Schnalle? Ansonsten wäre ich für ein Beispielfoto wirklich sehr dankbar.
Vielen Dank und LG
Benjamin
Guten Abend Björn
Zuerst mal vielen Dank für die ganzen Erklärungen.
die Schlüssel in den Fungi Europaei 5B sind für die Untergattung Noleana doch eigentlich relativ einfach im Gebrauch.
Für dich wahrscheinlich schon. Bei mir gibt es da aber schon immer wieder grosse Fragezeichen. Dann weiss ich wieder nicht genau, was gemeint ist. Mein Englisch ist zwar nicht so schlecht, aber mein Pilzenglisch hat noch grosse Lücken. Aber ich bin den Schlüssel jetzt nochmal durchgegangen und komme jetzt zumindest gefühlt etwas besser durch. Die Frage, bei der ich im Moment feststecke, ist die nach den Basalschnallen der Basidien.
Ganz grundsätzlich sollte man bei Entoloma neben den Sporen, die du ja schön dargestellt hast, die folgenden Dinge prüfen:
Sind Schnallen (insbesondere an der Basis junger Basidien/Basidiolen) vorhanden? Hierfür empfiehlt sich übrigens ein Präparat in Kongorot zu erstellen. Am besten etwas Lamelle in Kongorot geben, das Färbemittel komplett eintrocknen lassen und dann mit KOH ausspülen und darin mikroskopieren.
Das scheint vermutlich nicht ganz so einfach zu sein. Heute habe ich schon wieder stundenlang mikroskopiert, vielleicht versuche ich es morgen nochmal. Jedenfalls vielen Dank für die Erklärung.
Ist das Pigment der Huthaut inkrustierend oder intrazellulär? Hierbei dann in Wasser mikroskopieren.
Entschuldige für die vielleicht dumme Frage, aber gibt es irgendwo eine Übersicht, wie was aussieht. Z.B. wüsste ich jetzt wieder nicht, wie intrazellulär auszusehen hat. 
Zum Nachweis von Cheilozystiden empfiehlt es sich, eine Lamelle auf einen Objektträger zu legen, dann mit der Rasierklinge einen dünnen Streifen der Lamellenschneide abzutrennen und die dann ohne großes Quetschen weiter zu untersuchen.
Ich habe nochmal nach Cheilos gesucht, konnte aber keine finden.
Da der Stiel bei deinem Fund auffallend bereift ist, bietet es sich auch an zu prüfen, ob Caulozystiden an der Stielspitze vorhanden sind.
Ich denke die Caulozystiden habe ich gefunden. Jedenfalls sieht es etwa so aus wie im FE Buch und auch die Grösse passt zur Beschreibung von E. cuneatum:
Vielen Dank nochmal und LG
Benjamin
Hallo zusammen
Gestern war ich mal wieder im Wald unterwegs. Wenn ich sehe, was einige schon finden, bin ich schon etwas neidisch. Bei uns ist immer noch nicht viel los und ich muss daher das nehmen, was da ist. Daher kam mal wieder eine Entoloma mit. Der Hut war zwischen 2.5cm und 3cm breit, konisch, gerieft und hygrophan. Am auffälligsten fand ich aber den Kontrast zur deutlich helleren Papille. Der Stiel war bei einem Exemplar etwa 7.5cm, beim anderen etwa 4cm lang, längsfaserig und bereift (vor allem die Spitze). Die Lamellen würde ich als frei oder zumindest fast frei bezeichnen. Geruch konnte ich keinen feststellen. Der Fundort war auf ca. 1800m, am Fusse eines Baumstumpfs, umgeben von Fichten.
Dann habe ich mal versucht zu schlüsseln. Ich habe jetzt auch das Buch Fungi Europaei Entoloma, aber muss ganz ehrlich sagen, dass mir das Schlüsseln damit noch zu kompliziert war. Also habe ich mal mit dem Winkler geschlüsselt. Damit kam ich dann zu Entoloma cetratum. Die Basidien sollen dort aber vorwiegend 2-sporig sein, was sich unter dem Mikroskop aber nicht bestätigte, denn sie waren 4-sporig. Also habe ich mal mit dem Pds geschlüsselt. Dort kam ich zuerst zu E. vernum. Obwohl ich fand, dass das Foto im Buch nicht so zu meinem Fund passt, habe ich dann z.B. auf fundkorb.de ein doch sehr ähnliches Foto gefunden. Dann habe ich mal hier im Forum danach gesucht und fand diesen Beitrag: Entoloma vernum?
Durch den Tipp von Werner Edelmann kam ich dann zu Entoloma cuneatum. Ich habe mir dann die Beschreibung im FE Entoloma Buch durchgelesen und fand das sehr passend. Auch die helle Papille wird dort erwähnt. Das war vielleicht ein wilder Bestimmungsritt. 
Was denkt ihr, könnte Entoloma cuneatum passen? Müsste ich noch weitere Untersuchungen vornehmen.
1a:
1b:
1c:
1d:
1e:
1f:
1g: Nach ein paar Stunden im Trocknen war der Hut sehr ausgeblasst:
1h:
Nun zur Mikroskopie:
Zuerst zu den Sporen: Ich habe 31 Sporen gemessen und diese lagen bei 11 µm (9.9 - 11.9 µm) x 7.9 µm (7.3 - 8.4 µm), Q = 1.4. Auch von der Form her dürften sie passen:
Nachfolgend noch ein paar Fotos von den Basidien. Man sieht auf einigen auch gut, dass diese 4-sporig sind:
Bei den Cheilozystiden bin ich mir nicht sicher. In einigen Quellen steht, dass keine vorhanden sind. Im Buch FE Entoloma steht: "cystidia absent or scattered among basidia, but strongly protruding from hymenium". Ich weiss beim Mikroskopieren oft noch nicht genau, was ich da gerade sehe. Das rot eingekreiste, unter der Basidie sind ja keine Cheilos, oder?
Falls jemand von euch Entoloma-Kennern sich das mal anschauen könnte und mir eine Einschätzung geben könnte, wäre ich sehr dankbar. Falls nötig, kann ich auch versuchen noch weitere Daten nachzureichen.
Ach ja, im Ludwig habe ich gesehen, dass er Entoloma cetratum und Entoloma cuneatum synonym behandelt werden. Und er schreibt dazu, dass letztendlich eine DNA-Analyse Klarheit bringen sollte.
Ich habe hier auch noch eine Mycena, die untersucht werden möchte. Kann also gut sein, dass ich euch später oder morgen auch noch damit in einem anderen Thread nerve. 
Vielen Dank im Voraus und LG
Benjamin
Hallo Andy
Super, besten Dank für den Vergleich.
LG
Benjamin
Hallo nochmal
Vielen Dank für eure Antworten. Das mit den Beschreibungen ist teilweise schon etwas verzwickt. Wenn ich in der Beschreibung von "sehr engstehenden Lamellen" lese, dann erwarte ich eigentlich schon etwas in der Art, wie bei meinem Fund. Oder wären das dann schon "extrem" engstehende Lamellen? Aber ich weiss schon worauf ihr hinaus wollt und so Beschreibungen sind nicht so einfach und liegen eben oft auch im Auge des Betrachters.
die Art hat zwar immer recht eng stehende Lamellen, aber eben nicht so extrem wie von dir gezeigt... schwierig zu beschreiben, aber wenn man die Art schon oft gesehen hat eben nicht ganz passend... einige Bilder, die's vielleicht verständlicher machen findest du etwa in der Pilzdatenbank der ÖMG
Vielen Dank für den Link, Florian. Du hast schon recht, hier wirken sie meistens nicht so engstehend, wie bei meinem Fund. Auf einem Foto sind sie aber mMn auch sehr engstehend: https://pilzdaten-austria.eu/H…1c-486c-97c1-b179e1a5a989
LG
Benjamin
