Beiträge von ibex

Hallo zusammen

Sehr interessant, Karl, vielen Dank für die Beschreibung zum Unterscheidungsmerkmal mit Jod.

Zitat von CH-Andy

Ich muss mal bei uns auch einige Funde testen -> Caloboletus polygonius kann ich bei uns nicht mal kartieren, weil nicht auswählbar. Ich muss mal bei WSL anfragen.

Du kannst jeden Pilz (oder auch Pflanzen), der nicht in der FlorApp enthalten ist, selbst hinzufügen. Das hat mir Raphael mal erklärt und habe ich selbst schon mit Tricholoma boudieri gemacht. Funktioniert tipptopp. Hier die Erklärung von Raphael, wie das funktioniert:

EDIT: Sorry, für den nicht funktionierenden Link, welchen ich zuerst eingestellt hatte. Ich wollte auf eine PN verlinken. Ich habe diese Frage mal persönlich an Raphael Clavaria gestellt und ich hoffe er hat nichts dagegen, wenn ich ihn aus der Antwort kurz zitiere:

Zitat von Raphael (clavaria)

Du kannst im Florapp jeden beliebigen Pilz selber erfassen, auch wenn er nicht drin ist:

1. Bei der Fundmeldung einfach den Namen eingeben, bis "Keine passende Art gefunden" kommt.

2. Unten auf die Schaltfläche "Pilze"

3. Bei "Original-Artname den kompletten Namen inklusive Autoren aus dem Index Fungorum eingeben

4. Auf "Beobachtung erstellen" und dann den Rest normal eingeben

Zu Punkt 3 vielleicht noch kurz. Hier einfach den Original-Artnamen mit Autor und Jahr erfassen. Bei mir war das z.B. "Tricholoma boudieri (Barla 1887)".

LG

Benjamin

Hallo nochmal, Raphael

Im Ludwig werden ja auch noch chemische Reaktionen beschrieben:

Für A. pantherina im Fleisch: "mit Phenol weinbraun, am nächsten Tag dort fast schwarz."

Für A. gemmata: Mit KOH an der Lamellenschneide und der Stielspitze orange."

Wie zuverlässige diese Reaktionen sind, weiss ich nicht, aber das wäre evtl. noch eine Idee.

LG

Benjamin

Hallo Raphael

Da hast du ja wieder eine spannende Kollektion gefunden. Wenn ich mir nur den Stiel mit Basisknolle anschaue, wäre ich eher bei Amanita pantherina, wenn ich aber nur auf die Hüte mit diesen Velumflocken schaue, wäre ich eher bei Amanita gemmata. Schaut irgendwie fast wie ein Zwitter aus beidem aus. Wirst diese sequenzieren lassen? Wäre schon gespannt, was dabei herauskommt.

Ach ja, falls es hier zu einer Wette kommen sollte, würde ich mal 8 Chips auf Amanita gemmata setzten. Falls es jemanden gibt, der dagegen wettet.

LG
Benjamin

Hallo nochmal

Cortinarius Vielen Dank für den Tipp und die Erklärungen, Uwe. Wie ich bereits dachte scheint das Mikroskopieren bei Täublingen eher aufwändig zu sein.

Oehrling Vielen Dank auch dir Stephan für deinen Input. Kongorot habe ich eigentlich nur genommen, weil ich die genaue Länge der Cheilo- und Pleurozystiden messen wollte und diese in Wasser fast nicht zu sehen war. Dass das für die Täublingsbestimmung eigentlich ziemlich unrelevant ist, war mir da noch nicht klar.

Danke dir auch zu deinen weiteren Vorschlägen. Also R. cessans kann man meiner Meinung nach wirklich guten Gewissens ausschliessen. Bei uns gibt es im ganzen Tal nämlich fast keine zweinadligen Kiefern. Mir sind nur etwa zwei bis drei und ein paar in privaten Gärten bekannt. Auch sollten die Sporen dort etwas kleiner sein und die Warzen stellenweise zu perlschnurartigen Graten zusammenfliessen.

R. laricina scheint wirklich sehr ähnlich zu sein. Ich bin mir eigentlich sehr sicher, dass in diesem Waldstück keine Lärchen stehen und habe extra nochmal geschaut, aber ich weiss schon, dass man das auch nicht zu 100% ausschliessen kann. Interessant wäre noch, ob R. laricina frisch auch geruchlos ist, getrocknete Exemplare aber stinken. Oder ob das ein Merkmal von R. nauseosa ist. Da man die Arten laut Romagnesi (aus dem Täublingsbuch von Marxmüller) makroskopisch kaum unterscheiden kann verweist dieser auf die Unterschiede bei den Sporen:

Zitat

Diese seien bei nauseosa insgesamt größer und vorwiegend isoliertstachelig, während jene von laricina – „auf halbem Weg zu cessans“ – durch deutlichere, meist perlschnurartige Linien und kurze Grate gekennzeichnet sind, wenn auch nicht so stark, dass man sie als netzig oder teilnetzig bezeichnen könnte.

Wenn ich die abgebildeten Sporen aus dem Buch mit meinen vergleiche, sehen sie wie diese von R. nauseosa aus. Die meisten sind isoliertstachelig und nur wenige verbunden. Hier noch ein ungestacktes Foto der Sporen:

Zudem passen auch die etwas grösseren Sporen von R.nauseosa eigentlich genau zu meinem Fund.

LG

Benjamin

Hallo zusammen

Vielen Dank für deine Einschätzung und die ganzen wertvollen Tipps, Uwe. Vielleicht versuche ich das mit der Schwefelsäure und dem Vanillin bei einem der nächsten Täublinge. Wofür bräuchte man eigentlich Karbolfuchsin?

Zitat von zuehli

Wohl dem, der noch Altbestände in der Schublade hat...

Diese ganzen Einschränkungen sind schon etwas ärgerlich. Und das letztlich nur wegen ein paar Idioten, die sich nicht aufführen können und mit ihren Taten das öffentliche Leben gefährden. Trotzdem bin ich kein Fan dieser Verbotskultur, wenn jemand böse Absichten hat kommt er auch trotz dieses Verbotes an die Stoffe und alle anderen werden eingeschränkt. Zum Glück habe ich aber auch noch ein Fläschchen Schwefelsäure in der Schublade.

LG

Benjamin

Hallo zusammen

Da bei uns momentan von einer Täublingsart wirklich sehr viele herumstehen (zumindest denke ich, dass es dieselben sind), wollte ich mich wieder einmal an eine Täublingsbestimmung wagen. Ich denke es handelt sich dabei vermutlich um den gleichen Täubling, den ich bereits letztes Jahr hier im Forum angefragt habe: Welcher Täubling?

Am Fundort sah ich nur Fichten. Sonst ist auch auffällig, dass der Täubling gern gesellig wächst, klein (2.5 - 4cm) und sehr brüchig ist. Der Rand ist gerieft und die Huthaut abziehbar. Der Geschmack ist mild, der Geruch am frischen Pilz neutral, beim Exemplar, welches ich getrocknet habe aber unangenehm. Ich denke, dass es sich dabei um Russula nauseosa handeln könnte. Für eine Einschätzung der Täublingsexperten hier wäre ich wirklich dankbar.

Zuerst möchte ich gleich sagen, dass ich von Täublingsmikroskopie noch keine Ahnung habe. Soweit ich weiss ist sie ziemlich aufwendig, vor allem die HDS. Ich habe einfach nach den Merkmalen, welche im PdS beschrieben sind gesucht. Ihr könnt mir daher gerne Verbesserungsvorschläge geben.

Zuerst zu den Sporen (12 gemessen): 8.5 µm (7.9 - 9.6 µm) x 7.1 µm (6.6 - 8 µm), Q = 1.21 (1.08 - 1.31). Soweit ich sehe, müssten die Sporen passen. Man sieht auch die Warzen, die nur vereinzelt miteinander verbunden sind:

Die Cheilo- und Pleurozystiden stimmen auch mit dem aus dem PdS überein. Wie wichtig diese bei Russula sind, weiss ich leider nicht, aber das kann mir evtl. ja jemand von euch erklären.

Cheilozystiden:

Pleurozystiden:

Zum Schluss kommt noch die HDS. Diese habe ich lediglich in Wasser mikroskopiert. Soweit ich weiss braucht man dafür ja oft verschiedene Reagenzien, wie Sulfovanilin, Karbolfuchsin, Kongorot oder auch Salzsäure. Scheint jedenfalls je nachdem recht aufwendig zu sein. Da muss ich mich dann wohl mal einlesen. Ich hoffe man kann aus den Fotos in Wasser doch zumindest etwas herauslesen:

Bei den Pileozystiden sieht man dass sie septiert sind:

Und hier müssten noch die Haare zu sehen sein:

Über eure Einschätzung und vielleicht auch ein paar Tipps und Erklärungen zur Täublingsmikroskopie würde ich mich sehr freuen.

Vielen Dank im Voraus und LG

Benjamin

Hallo zusammen

Ich danke euch vielmals für eure Expertisen. Dass die Hüte ähnlich wie Stockschwämmchen aussehen, fand ich auch.

Zitat von Mykollege_Günter

War der Standort denn im Kalk-NW?

Ich denke schon, dass es dort kalkig war. Da die Pilze in der Nähe eines kleinen Bächleins standen war der Untergrund ziemlich steinig. Als ich mit dem Messer die Pilze heraushebeln wollte, stach ich in einen Stein, daher ist mir dann auch der Stiel wie auf dem Foto zu sehen gerissen. Etwas weiter unten standen viele Suillus viscidus, die soweit ich weiss auch gerne Kalk haben.

LG

Benjamin

Hallo zusammen

Am Samstag war ich noch im Wald und habe am Waldrand in der Nähe zu einem kleinen Bächlein zwischen Gräsern und Moos eine Gruppe Schleierlinge entdeckt. Es war etwa auf 1750m und in der Nähe standen Fichten. Die Pilze wuchsen büschelig bis gesellig, der Hutdurchmesser betrug etwa 2.5 - 3.5cm und sie waren stark hygrophan. Der Geruch war schwach und ich konnte nichts spezielles feststellen. Da ich letztes Jahr schon einmal dachte, C. renidens gefunden zu haben, es sich dann aber als falsch herausstellte, bin ich jetzt vorsichtiger geworden. Allerdings komme ich beim Schlüsseln dorthin und diesmal waren die wirklich sehr orangefarben.

Jetzt zu den Fotos:

Jetzt zur Mikroskopie:

Ich habe 37 Sporen gemessen: 7.1 µm (6.1 - 7.7 µm) x 4.7 µm (4.4 - 5.3 µm), Q = 1.51 (1.22 - 1.71)

Hier noch ein paar Fotos der HDS:

Vermutlich nicht nötig, aber hier noch Schnallen aus der HDS:

Was meint ihr? Könnte das Cortinarius renidens sein? Über eine Einschätzung, besonders auch von den Schleierlingsexperten Uwe Cortinarius , Günter Mykollege_Günter und Matthias Matthias , würde ich mich sehr freuen.

Vielen Dank im Voraus und LG

Benjamin

Hallo Matthias

Ich danke dir für deinen kurzen Erfahrungsbericht. Das tönt wirklich sehr interessant und ich bin mir sicher, dass ich in Zukunft gerne an solchen Tagungen dabei sein werden. Ich finde ja Cortinarien auch sehr spannend, daher wäre die JEC Tagung, da sie auch noch in der Schweiz stattfindet, schon auch sehr interessant für mich. Wenn man nur mehr Zeit hätte. Diese würden sicher, wie du schreibst, auch das Wissen nochmals deutlich vorantreiben. Je mehr ich weiss, desto mehr merke ich, wie wenig ich eigentlich weiss.

LG

Benjamin

Super, danke dir für die schnelle Antwort. Für mich ist es eben oft noch nicht so einfach abzuschätzen, ob ein Fund interessant genug ist, um ihn Sequenzieren zu lassen. Und Exsikkate von allen Funden zu erstellen, wäre wohl auch etwas übertrieben. Zum Glück dachte ich bei diesem Fund, dass ein Exsikkat lohnenswert sein könnte und so habe ich ihn ziemlich bald auf dem Dörrex getrocknet.

LG

Benjamin

Das wäre auch sehr spannend und dann ist es auch noch in der Schweiz. Leider wird mit Kursen und Arbeit alles recht knapp, aber mal schauen.

LG

Benjamin

Hallo Günter

Zitat von Mykollege_Günter

Was ist: ...eine Weile im Kühlschrank...? Und: wie lange hat die Trocknung (wie genau?) gedauert?

Dieser Pilz oben hat etwa 7 - 8 Stunden im Kühlschrank gelegen. Dann habe ich einen der beiden Fk halbiert und in einem Dörrgerät bei 38 Grad für ich denke mal 6-7 Stunden getrocknet. Es wäre eben interessant zu wissen, wie lange solche Pilze in etwa vor dem Trocknen im Kühlschrank liegen dürfen, damit ein Sequenzieren noch funktioniert. Tut mir leid, aber ich kenne mich damit eben absolut nicht aus, daher frage ich.

LG

Benjamin

Sehr gerne.

Ich wohne ganz im Osten der Schweiz. War aber auch schon bei drei Kursen in Hornberg bei Björn. Meinst du mit der Bayerntagung diese vom 02.10.24 - 07.10.24 in Rettenbach am Auerberg? https://pilze-bayern.de/aktuelle-tagung/

Das wäre gar nicht so weit von mir, nur 2.5 Stunden Fahrt. Dieses Jahr habe ich schon ein recht enges Programm (mit Arbeit und allem) und werde es wohl leider nicht schaffen. Aber nächstes Jahr könnte ich es mir gut vorstellen. Ich nehme an, dass die Orte der Tagungen immer wechseln, oder? Irgendwann schaffe ich es aber sicher einmal.

LG

Benjamin

Servus zusammen

Matthias

Vielen Dank für die interessanten Infos. Übrigens wollte ich dir schon länger mal sagen, dass ich deine Webseite wirklich topp finde und mich dafür bedanken. Ich habe dort schon öfters Mal etwas nachgeschaut, gerade bei Arten zu denen man sonst nicht so viele Informationen findet. Und natürlich hat Günter recht, ich habe dich ganz vergessen bei den Schleierlingsexperten zu erwähnen.

Mykollege_Günter

Vielen Dank auch dir für die ganzen Informationen, Günter. Gestern habe ich einen der beiden FK schon bei etwa 38 Grad getrocknet. Wie ist das eigentlich, wenn ein FK zuerst eine Weile im Kühlschrank liegt und dann getrocknet wird, bezüglich dem Sequenzieren. Gibt es da in etwa eine Regel, wie lange er ca. im Kühlschrank liegen darf bevor er getrocknet wird, dass eine Sequenzierung noch problemlos klappt?

Jedenfalls werde ich den Pilz, sobald evtl. noch etwas zusammen kommt zum Sequenzieren einschicken und mich dann wieder hier melden.

LG

Benjamin

Guten Nachmittag

Nein, das muss ein anderer Benjamin gewesen sein. Ich durfte dich leider noch nicht kennenlernen. Wäre schön, wenn wir uns in Zukunft mal irgendwo begegnen würden, evtl. an einer Tagung oder so. Schön, dass du uns hier im Forum immer mit deinem grossen Wissen unterstützt, das weiss ich und ich denke auch viele andere hier wirklich sehr zu schätzen.

LG

Benjamin

Hallo zusammen

Gestern war ich bei uns im Tal mal in einem neuen Gebiet unterwegs. Es war sehr steiles Gelände und leider nicht so lohnenswert, wie ich es mir erhoffte, aber wenigstens fand ich noch ein paar schöne Schleierlinge. Von weitem dachte ich eigentlich zunächst an Pfifferlinge, da sie etwa die gleiche Farbe hatten. Der Pilz hat mich etwas an den Fund vom letztem Jahr, der vermutlich C. callisteus war, erinnert: Rhabarberfüssiger Raukopf - Cortinarius callisteus Agg?

Allerdings konnte ich keinen starken Lokomotivengeruch wie damals feststellen und auch die Farbe war deutlich gelber. Den Geruch empfand ich als süsslich, leicht unangenehm. Der Hut war auch fast glatt und hatte nur stellenweise ganz feine Schüppchen. Der Fundort lag auf etwa 1850m bei Fichten. Aber jetzt zu den Fotos:

Die Sporen (30 Stück) habe ich auch noch gemessen: 7.2 µm (6.7 - 8.3 µm) x 6.1 µm (5.6 - 6.7 µm), Q = 1.19 (1.11- 1.28)

Kleine Anmerkung: Leider hat der Sporenabdruck nichts ergeben und auch in ein paar Cortinaresten, die ich unter dem Mikroskop hatte, konnte ich keine Sporen finden. Deshalb habe ich dann eine Lamelle mikroskopiert und die freien Sporen, die ich gesehen habe, direkt von dort gemessen. Daher hoffe ich, dass sie alle schon reif waren.

Könnte das Cortinarius infucatus sein? Über eine Einschätzung, besonders auch von den Schleierlingsexperten Uwe Cortinarius und Günter Mykollege_Günter , würde ich mich sehr freuen.

Vielen Dank im Voraus und LG

Benjamin

Liebe Ditte

Ganz herzlichen Dank für die Bestimmung und die Erklärungen. Freut mich wirklich sehr, dass er einen Namen bekommen hat.

CH-Andy Danke dir, Andy. Selbstverständlich wird der auch kartiert, wie alles, bei dem eine sicher Bestimmung möglich ist.

LG

Benjamin

Hallo zusammen, liebe Ditte

Am Donnerstag ging mir ja ein weiterer Risspilz ins Netz. Gefunden auch auf ca. 1800m bei Fichte und Arve. Leider habe ich vergessen den Hutdurchmesser aufzuschreiben, aber es müssten etwa 2.5cm gewesen sein. Geruch leicht spermatisch. Beim Schlüsseln war ich mehrmals nicht wirklich sicher und kam ich irgendwie zu keinem eindeutigen Ergebnis. Ich hatte aber drei in der engeren Wahl: I. proximella, I. napipes und I. acuta. Aber irgendwie scheint immer etwas nicht richtig zu passen: I. napipes müsste eigentlich knollig sein (ich bin beim Schlüsseln dennoch mal den alternativen Weg mit Knolle gegangen) und auch die Sporen sind soweit ich sehe höckriger und dürfte deshalb ausscheiden. Bei I. acuta scheinen die Sporen nicht richtig zu passen und bei I. proximella müsste vermutlich das Hutzentrum dunkler sein. Vielleicht bin ich auch komplett auf dem Holzweg, daher hoffe ich auf einen Tipp.

Zuerst zu den Sporen (23 gemessen): 8.8 µm (7.8 - 9.1 µm) x 6.9 µm (6.3 - 7.8), Q = 1.28 (1.13 - 1.39)

Cheilozystiden:

Pleurozystiden:

Bei den Kaulozystiden bin ich auch nicht ganz sicher. Ich habe am Stiel solche gesehen:

Aber an einigen Stellen auch solche. Bin da auch etwas verwirrt. Vielleicht könnt ihr mir ja sagen, was was ist. :

Ein Foto von der HDS habe ich auch noch gemacht:

Vielen Dank schon im Voraus und LG

Benjamin

Guten Nachmittag

Super, vielen Dank. Ich werde den Fund also als I. flocculosa cf. ablegen. Den zweiten Risspilzfund werde ich nachher auch noch einstellen. Ich wäre dir sehr dankbar, wenn du auch dort einen kurzen Blick draufwerfen könntest.

LG

Benjamin

Hallo nochmal, Ditte

Vielen Dank für deine Rückmeldung. Ich habe jetzt nochmal 44 Sporen gemessen. Sie sind wirklich ziemlich schmal: 8.5 µm (7.8 - 9.2 µm) x 4.9 µm (4.6 - 5.9 µm), Q = 1.7 (1.5 - 1.9).

Ich weiss nicht, ob das noch weiterhilft, mehr kann ich vermutlich nicht zur Bestimmung beitragen. Aber immerhin schon mal weitergekommen als früher. Vielen Dank nochmal.

LG

Benjamin

Hallo Ditte

Vielen Dank für die schnelle Rückmeldung und die Erklärungen. Verstehe ich dich richtig, dass du mit "mehr geht so nicht" meinst, dass man nur durch eine Sequenz wirkliche Gewissheit hätte, oder wäre es noch möglich durch weitere mikroskopische Untersuchungen eine der beiden Arten festzumachen?

LG

Benjamin

Hallo Andy

Wirklich sehr schöne Funde, vielen Dank für Mitnehmen.

Hygrocybe calchiphila kann gut sein, den hatte ich auch schon einmal. Bei mir war die Hutoberfläche fein faserig-schuppig, aber es war auch trocken. Bei feuchten Bedingungen soll sie dann laut Boertmann auch glatt sein. Da können sicher die Saftlingskenner noch was dazu sagen.

Zitat von Wutzi

Ich würde den Fund mal mit H. splendidissima abgleichen, aber keine Ahnung ob der auch auf Kalk kann. Auf alle Fälle hast du auf dem zweiten Foto drei Pilze dazugelegt, die zu einer anderen Art gehören könnten.

Das finde ich eine gute Idee, daran habe ich auch gedacht. Der Stiel oben hat mich nämlich direkt an meinen Fund von H. splendidissima erinnert. Ich bin damals übrigens genau wie du zuerst bei H. punicea gelandet, weil ich keinen Honiggeruch wahrnehmen konnte. Dann liess ich den Fruchtkörper trocknen und plötzlich war der Honiggeruch deutlich wahrnehmbar. Hier noch ein Foto vom Fund von damals:

Und der Link zum Thread hier im Forum: Prächtiger Saftling - Hygrocybe splendidissima

LG

Benjamin

Hallo zusammen, hallo Ditte (ich hoffe ich darf dich um einen kurzen Blick bitten)

Vorgestern habe ich zwei verschiedene Risspilze mitgenommen und bis jetzt mal einen etwas genauer angeschaut. Normalerweise habe Risspilze meistens einfach stehen lassen und war schon froh, wenn ich sie überhaupt als Risspilze erkennen konnte (im Zweifel mit dem SPP). Jetzt mit dem Mikroskop sind eben die Möglichkeiten viel grösser und wenn dann auch noch eine Gattungsspezialistin hier im Forum mit Rat zur Seite steht ist das umso erfreulicher und macht Mut doch mal ein paar Risspilze mitzunehmen.

Gefunden habe ich sie auf etwa 1800m bei Fichten und Lärchen. Hutdurchmesser etwa 2 - 3 cm. Geruch spermatisch. Ich habe mit dem Winkler und PdS geschlüsselt und kam zu Inocybe flocculosa, bin aber nicht sicher, ob das passen könnte. Hier mal die Fotos.

1a: Vier Exemplare wuchsen direkt nebeneinander:

1b: Ein etwas älterer FK wuchs etwa 1.5m entfernt. Ich nehme aber an, dass er auch zu diesen gehört und die gleich Art ist:

1c:

1d:

Jetzt zur Mikroskopie

Bei den Zystiden fiel es mir hier oft etwas schwer zu unterscheiden, ob es Cheilo- oder Pleurozystiden sind. Ich bin eigentlich nur nach deren Postition gegangen. Oder kann man die auch anderes (nicht positionsabhängig) unterscheiden? Falls ich etwas falsch beschreibe, sagt mir bitte gerne Bescheid.

Zuerst die Cheilozystiden (zumindest fand ich die an der Lamellenschneide):

Das müssten jetzt eigentlich Pleurozystiden sein:

Nachfolgend noch zwei Sporen mit den Massen 9.2 x 5.3 und 8.8 x 5:

(Falls nötig kann ich natürlich noch mehrere Sporen ausmessen, ich habe auch einen Abdruck erstellt.)

Hier sieht man noch die dickwandigen Zystiden:

Zum Schluss noch die Kaulozystiden am Stiel. Auch diese sehen für mich wieder sehr ähnlich wie die anderen Zystiden aus:

Ich hoffe diese Informationen reichen. Ich habe jetzt im Nachhinein oft etwas von KOH beim Mikroskopieren von Inocyben gelesen. Sollten Inocybe immer in KOH mikroskopiert werden? Und falls ja, weshalb ist das nötig. Natürlich nehme ich auch gerne Korrekturen und/oder Verbesserungsvorschläge entgegen.

Vielen Dank im Voraus und LG
Benjamin

Hallo nochmal Sebastian

Ich verstehe natürlich, dass du das nicht bis ins letzte Detail hier wiedergeben kannst. Dennoch fand ich es spannend zu lesen. Das mit der Sequenz hat mir Raphael auch mal erklärt. Z.B. kann es ja auch passieren, dass man meint einen Treffer zu haben, aber es ist in Wirklichkeit gar keiner, da Sequenzen der falschen Art zugeordnet wurden. Wenn man daraus einen Distance tree erstellt, kann man dann herauslesen, dass verschiedene Sequenzen ein und derselben Art zugeordnet wurden, obwohl es eigentlich ein paar verschiedene Arten gewesen wären. Und wenn es keine öffentliche Typus-Sequenz gibt, findet man kaum heraus, was es denn nun ist. Da braucht man dann auch laut Raphael, wie du schon gesagt hast Gattungsspezialisten, um weiter zu kommen. Alles ziemlich kompliziert, zumindest für mich. Da bin ich froh, dass ich mich an so hilfsbereite Leute, wie z.B. Raphael oder aber auch an viele andere Nutzer hier aus dem Forum wenden kann.

LG

Benjamin

Hallo zusammen

Ich teile hier die Meinung von Thomas und lese aus seinem Beitrag eigentlich nirgendwo heraus, dass es sich nicht lohnt etwas zu wissen, sondern dass man einfach nicht alles wissen kann, so sehr man sich dies vielleicht auch wünschen würde. Zudem muss man meiner Meinung nach auch ganz klar sagen, dass frei verfügbares Wissen auch die Entwicklung enorm vorangetrieben hat, natürlich auch verbunden mit gewissen Nachteilen. Aber war es wirklich besser, als nur ein paar gutbetuchte Zugang zu Wissen und Bildung hatten? Ich denke nicht. Heute steht viel mehr Leuten die Tür zu Bildung und Wissen auf, als Früher. Was sie damit machen liegt natürlich immer noch in ihrer Verantwortung, aber zumindest die Möglichkeit ist da.

Dass auch viele Leute auf Fakes hereinfallen und Unwahrheiten weiterverbreiten ist sicher richtig, allerdings gibt es meiner Ansicht nach auch Themen, welche umstritten sind und wo auch Forscher und Wissenschaftler unterschiedlicher Meinung sind. Welche Seite berichtet in diesen Fällen dann Fakes, bzw. wer bestimmt was richtig oder falsch ist? Oft setzt sich einfach das durch, über das mehr berichtet bzw. das was man in Medien liest, aber ist es deshalb auch automatisch immer richtig? Ich glaube nicht.

Das was Björn z.B. bezüglich der Pflanzenbestimmung sagt, sehe ich genauso, allerdings ist es vielleicht nicht nur so, dass derjenige das Pflanzenbestimmen nicht lernen will, sondern vielleicht fehlt dazu auch einfach die Zeit. Aber auch wenn jemand das Pflanzenbestimmen nicht lernen will oder kann, weil die Zeit oder das Interesse fehlt, so finde ich es doch überhaupt nicht schlimm, wenn er stattdessen eine App dafür benutzt. Für mich gehört das auch zum Fortschritt. Wenn mich z.B. Pilze interessieren, aber Pflanzen (mit Ausnahme der wichtigsten Bäume) nicht, warum soll ich dann nicht eine App benutzen dürfen um zu sehen welche Pflanzen in der Umgebung wachsen, wenn dies vielleicht für die Bestimmung wichtig ist? Gerade für den Anfang ist das doch super, schliesslich kann man ja nicht alles auf einmal lernen, selbst wenn man möchte. Man braucht dazu nämlich selbst bei vorhandenem Willen und Fähigkeiten unser wichtigstes Gut und das ist Zeit (und Gesundheit).

LG
Benjamin