Liebe Claudia,
ja, Du kannst natürlich gerne versuchen zwischen Holundermark oder Styropor (Letzteres führt rasch zu einer stumpfen Schneide) zu schneiden. Diese Methodik ist aber eigentlich für pflanzliches Material gedacht. Bei den meisten Pilzen fehlt die innere Festigkeit, um sie nach "Klemmung" schneiden zu können. Hier ist das Anfrieren ideal.
Vielleicht kannst Du später einmal berichten, wie Du mit dem Schneiden zurecht gekommen bist.
Vielen Dank und Grüße!
Dieter
Liebe Claudia,
zunächst möchte ich Dir zu Deinem Mikroskop gratulieren. Das Primostar ist ein solides Mikroskop und Deine mikrofotografischen Aufnahmen sind gut gelungen. Solltest Du an einen Ausbau denken, empfehle ich Dir vor dem Phasenkontrast, das Arbeiten mit Schieflichtbeleuchtung. Schieflicht läst sich konstengünstig realisieren. Hierfür müsstest Du eine ausgeschnittene Halbmondblende in Deinen Filterhalter einlegen. Den Schieflichtkontrast kannst Du durch Verschieben der Blende im Strahlengang variieren. Möglich ist Schieflicht bis zu einer Maßstabszahl von 40x. Suche doch einfach einmal nach Mikroskop/Schieflichtbeleuchtung.
Nun zu Deinen Schnittproblemen. Eine ideale Methode um Dünnschnitte von Pilzen anzufertigen, ist die Gefriermikrotomie. Für den mikroskopischen Einsteiger ist diese Methode aber unerschwinglich. Es gibt aber für den Hobbyisten eine einfache Alternative. Ein großes Problem für den Pilzmikroskopiker ist das Fixieren des Pilzmateriales vor dem Schnitt und die meist weiche Konsistenz des Pilzmateriales.
Um dieses Umstände zu umgehen besteht die Möglichkeit, dass Pilzmaterial auf einem ausreichend dimensionierten Aluminiumblock (rund, Durchmesser 60 bis 80 mm, Höhe des Zylinders 80 mm, Kauf z.B. bei ebay) einzufrieren. Hierzu wird der Aluminiumblock bei -18 Grad Celcius in ein Eisfach oder eine Gefriertruhe gelegt. Der Block kann zur Isolation und zum nachträglichen Halten der niedrigen Temperatur in einen Styroporring/-becher eingestellt werden. Der Aluminiumblock sollte mit zwei dicken O-Ringen bestückt werden, so dass er im runtergekühlten Zustand aus der Gefriereinrichtung entnommen werden kann. Nach einer Entnahme kann das Pilzmaterial (Dicke 0,5 bis 4 mm) auf dem vorgekühlten Aluminiumblock eingefroren und mit einer Einwegklinge (z.B. Leica 818) bearbeitet werden. Hierbei kann direkt mit Wasser oder mit Hilfe eines Gefrierschutzmediums "aufgeklebt" bzw. eingefroren werden. Die Schnitte können mit einem zimmerwarmen Objektträger abgenommen (Springen meistens über) und weiterverarbeitet werden.
Ich wünsche Dir einen guten Start in die Mikroskopie!
Dieter
Lieber Pilzberater,
nein, leider habe ich versäumt, zu Prüfen, ob der Pilz "kartoffelartig" riecht (ich vermute, dass Du darauf anspielst). Den Pilz hatte ich 2 Tage zuvor gesammelt und bis zum Wochenende bei 4 Grad Celsius im Kühlschrank gelagert. Bei einer stereoskopischen Sichtung habe ich festgestellt, dass das Fruchtfleisch mit Springschwänzen befallen war. Um die histologische Bearbeitung nicht zu gefährden, war nun Eile geboten. Aus diesem Grunde habe ich nur wenige Merkmale abgeprüft um eine Fixierung nicht weiter herauszuzögern. Das ist aber sicher keine Entschuldigung, eine einfache Geruchsprüfung zu unterlassen.
Ich hoffe nun, durch die noch fehlenden mikroskopischen Merkmale die Art weiter eingrenzen zu können.
Viele Grüße!
Dieter
Liebe Mitbestimmer,
zunächst möchte ich mich herzlich bei Euch für Eure Vorschläge bedanken. Wenn ich das Bisherige zusammenfasse spricht Vieles für einen Pilz der Gattung Amanita. Hierbei sind die Arten Amanita gemmata oder Amanita eliae am wahrscheinlichsten. Die weiteren Bilder von Frank zu Amanita gemmata besitzen eine hohe Ähnlichkeit zu denen meines Fundpilzes. Ich werde den Pilz zunächst mit Amanita spec. bezeichnen, in der Hoffnung, dass eine mikroskopische Untersuchung mit Details weiterhelfen wird. Hierbei sind Quer- und Längsschnitte durch Stiel und Knolle sowie durch Hut und Fruchtfleisch (incl. einer Beschreibung der Sporen) geplant. Sobald die Histologie abgeschlossen ist, werde ich die Ergebnisse der Untersuchung in dieser oder in der Rubrik "Wissenschaftliches" einstellen. Des Weiteren werde ich den Fundort zu einem späteren Zeitpunkt noch einmal begehen, um vielleicht einen erneuten Wuchs eines Zweitexemplar zu finden.
Nochmals vielen Dank für Eure Hilfe!!!
Bis bald
Dieter
Hallo Beorn,
auch diese Aufnahme wirkt noch sehr plump. Ich habe mal in Internet nach Bildern gesucht. Hierbei bin ich auf Amanita fulva gestoßen. Dessen Habitus im reifen Zustand des Fruchtkörpers (wenn auch mit brauner Farbe) würde eher passen.
Viele Grüße!
Dieter
Lieber Beorn,
vielen Dank für Deine Mühe. Ich bin gerade noch einmal am Fundort des Pilzes gewesen. Leider handelt es sich um ein Einzelexemplar, so dass ich Dir leider kein Schnittbild anbieten kann. Wenn ich den Habitus meines Pilzes mit dem Deines Bildes von Amanita gemmata, aber auch mit dem von anderen Knollenblätterpilzen vergleiche, fällt mir auf, dass die Knollenblätterpilze "plump-gesetzt" erscheinen, während der von mir gezeigt Pilz eher "schlank" ausgebildet ist. Die Knolle ist bei meinem Pilz nicht so mächtig und setzt nicht so früh an wie bei einem typischen Knollenblätterpilz. Ich bin mir auch nicht sicher, ob es sich bei dem von mir gezeigte Pilz um ein vollständig ausgebildeten Exemplar oder um ein Jugendstadium handelt?
Herzliche Grüße!
Dieter
Ps: Vielleicht werden die mikroskopischen Merkmale weiterhelfen?
Hallo Lilli,
vielen Dank für Deine Rückmeldung. Ich bin auch gespannt, ob ich richtig gelegen habe!
Viele Grüße!
Dieter [hr]
Hallo Mausmann,
vielen Dank für Deine Hilfe. Die von mir gezeigten Aufnahmen entsprechen farblich sicher nicht 1:1 dem Pilzoriginal. Da ich den Pilz nach den Aufnahmen zerschnitten und die jeweiligen Anteile bereits fixiert habe, kann ich nur einen Teil des Stieles im Bereich des Ringes zeigen (Abb. 1). Eine Natterung oder andersartige Strukturierungen sind am gesamten Stiel nicht zu erkennen, etwas, was gegen den gelben Knollenblätterpilz spricht. Die Oberfläche erscheint in Längsrichtung, dem Hyphenverlauf entsprechend, feinstreifig ohne weitere Strukturierungen.
Abb. 1: Oberfläche des Stieles im Bereich des Ringes (Lupenvergrößerung)
Vielleicht helfen diese Angaben ein wenig weiter?
Herzliche Grüße
Dieter
Liebe Pilzfreunde,
mit diesem Beitrag möchte ich Euch um Unterstützung bei einer Pilzbestimmung bitten. Ich habe den unten gezeigten Hutpilz auf Mischwaldboden (unter einer Buche) gefunden. Der Pilzhut ist gelbweiß gefärbt und besitzt einen Durchmesser von 6,2 cm. Die Hutoberfläche ist –žfleckig–œ mit Schleierresten belegt. An der Hutunterseite sind dicht stehende Lamellen zu erkennen, die weiß bis weisgelb (am Randbereich) gefärbt sind. Der Stiel besitzt eine Länge von 7,6 cm und einen Durchmesser von 1,3 cm. Der Stiel ist durch Reste eines Schleiers beringt. Das Stielende ist knollig verdickt und mit Erdresten belegt.
Abb. 1: Habitus des Fundpilzes
Abb. 2: Hutoberseite des Fundpilzes
Abb. 3: Fruchtfleisch des Fundpilzes
Abb. 4: Detailaufnahme der Lamellen des Fundpilzes
Bei meinem eigenen Bestimmungsversuch bin ich zur Gattung Amanita gekommen. Die gelbweiße Farbe des Hutes währe typisch für die Art Amanita citrina (Gelber Knollenblätterpilz). Da ich diesen Pilz histologisch verarbeiten möchte, wäre ich für eine Zweitmeinung sehr dankbar.
Herzliche Grüße
Dieter
Hallo Werner,
zunächst möchte ich mich bei Dir entschuldigen, dass ich Dir erst jetzt antworten kann. Ich habe mir im Internet einmal das Mikroskop Reichert Neopan angesehen. Es scheint mit der von Dir beschriebenen Ausrüstung gut zur Pilzmikroskopie geeignet zu sein. Leider weiß ich nicht, welche Apertur Dein Kondensor besitzt. Bei einem Objektiv (100x) mit einer Apertur > N.A. 0,9 brauchst Du auch einen Kondensor, der in der Lage ist, ein derartiges Objektiv homogen auszuleuchten. Er solte eine Apertur von N.A. 1,25 oder 1,40 besitzen. Die Blende an Deinem Objektiv 100x ist zur Erniedrigung der Apertur bei der Mikroskopie im Dunkelfeld gedacht. Hierfür ist ein spezieller Dunkel-feldkondensor nötig. Wenn Du Pilzsporen im Hellfeld beobachten möchtest, sollte die Blende immer maximal geöffnet sein!!!
Den Polarisator wirst Du (in Kombination mit einem Analysator) bei der Pilzmikroskope nur selten brauchen um vielleicht einmal eine (calcitische) Inkrustierung sichtbar zu machen, eine Metachromasie zu verstärken oder eine Lichtstreuung zu schwächen. Für die Pilzmikroskopie ist vor allem die Verwendung des Phasenkontrastes hilfreich. Sollte Dir für Dein Mikroskop einmal eine derartige Einrichtung zum akzeptablen Preis angeboten werden, so wäre es sicher eine sinnvolle Ergänzung.
Bei den Färbelösungen für die Pilzmikroskopie ist folgende Unterteilung hilfreich:
1. Farbstofflösungen, die für die direkte Pilzmikroskopie an Zupf- oder Quetschpräparaten eingesetzt werden.
2. Farbstofflösungen und Reagenzien, die für Nachweisreaktionen oder für die Darstellung spezifischer Pilz-strukturen gebraucht werden.
3. Farbstofflösungen und Reagenzien, die zur Färbung von Mikrotomschnitten nötig sind.
Da Du dich selber als Einsteiger der Pilzmikroskopie beschreibst, trifft auf Dich vermutlich die erste Formulierung zu. Eines der wichtigsten Farbstofflösung ist Lactophenol-Baumwollblau. Hierbei wirkt der Milchsäureanteil ("Lacto-") aufhellend und aufweichend. Der Phenolanteil wirkt quellend (vermittelte Wasserbindung) und konservierend, während das Baumwollblau als Vitalfarbstoff den Protoplasten der Pilzzelle anfärben kann. Lactophenol-Baumwollblau ist somit ein muss!
Als weitere Farbstofflösungen würde ich Dir für die direkte Beobachtung eine basische Fuchsinlösung und eine basische Toluidinblau-Lösung (metachromatischer Farbstoff) empfehlen. Des Weiteren leistet auch das in der Botanik häufig verwendete, simultan färbende Fuchsin-Safranin-Astrablau-Farbstoffgemisch (n. Etzold) gute Dienste. Alle bisher beschriebenen Farbstofflösungen dienen der direkten Mikroskopie.
Die Verwendung der unter Punkt 2 beschriebenen Farbstoffe und Reagenzien sind im Buch "Pilzmikroskopie" von Bruno Erb und Walter Matheis ausführlich beschrieben. Dieses Buch kann auch als PDF heruntergeladen werden.
Ob und in welcher Weise, die von Dir erworbenen Farbstoffe korrosiv auf Deine Optik wirken können, vermag ich so nicht abzuschätzen. Da ich stets alle Farbstofflösung selber herstelle, weiß ich auch, was in Summe enthalten ist. Bei gekauften Lösungen sind die weiteren Zusätze häufig ein streng gehütetes Geheimnis. Hinzu kommt noch, dass zwar der Farbstoff beschrieben wird, aber Angaben zu den weiteren, färbebestimmenden Anteilen (siehe Lactophenol-Baumwollblau, das käuflich manchmal nur als Baumwollblau beschrieben wird) fehlen.
Als weitere unumgängliche Chemikalie für die direkte Pilzmikroskopie ist 5%ige Kalilauge (KOH) zu nennen. Hierbei ist zu beachten, dass Reste der Kalilauge aufgrund seiner hohen Alkalität viele Farbstoff zu "Flocken" vermögen. Sollte eine Färbung angeschlossen werden, so muss diese auf KOH abgestimmt sein (z. B die Phloxinfärbung) oder das Pilzmaterial vor der Färbung KOH-frei gewaschen werden. Eine KOH-Vorbehandlung sollte in einem Färbenapf und nicht direkt auf dem Objektträger vorgenommen werden. Besser ist es, das Pilzstück getrennt in KOH zu behandelt, anschließend ein kleines Stück abzuschneiden und nur dieses zu einem Einschluss- oder Quetschpräparat zu verarbeiten. Diese Vorgehensweise erspart viel Sauerrei!
Des Weiteren sollte bei der direkten Pilzmikroskopie bzw. -färbung immer etwas neutrales Tensid (Spülmittel) bereit stehen, das mit einer Nadel in Spuren zugerührt werden kann. Das Tensid wirkt benetzend und sorgt dafür, dass der Farbstoff zum Pilzmaterial vordringen kann. Ohne die Verwendung des Tensides entstehen häufig zusammengeschobene "Matschpräparate" (z. B. bei Schimmelpilzen), die mikroskopisch nur schwer auswertbar oder fotografierbar sind.
Ich habe mir angewöhnt, grundsätzlich jedes Pilz-Frischpräparat nach Auflage des Deckglases mit Nagellack zu umranden. Hierbei benutze ich einen typischen Fingernagel-Klarlack (er ist am günstigsten), der in fast jeder Drogerie erhältlich ist. Die Viskosität des Klarlackes sollte beibehalten werden, was durch einen nachträglichen Zusatz von Aceton leicht möglich ist.
Das Thema: "Welches Immersionsöl soll ich nehmen?" ist schon häufig diskutiert worden. Ich habe vor einigen Jahren einmal sieben Immersionsöle unterschiedlicher Hersteller spektrometrisch untersucht. Hierbei hat sich gezeigt, dass die Öle, trotz gleicher Brechungsindices, unterschiedlich zusammengesetzt waren. Neben natürlichen Ölen, wahren modifizierte, paraffinische Öle und phthalsäureesterhaltige Weichmacher vom Typ Dioctylphtalat (DOP) darunter. Da die Linsenverkittungen durch den Gebrauch eines ungeeigneten Immersionsöles angegriffen werden können, sollte eigentlich nur das vom Hersteller empfohlene Öl verwendet werden. Da Du ein älteres Mikroskop erworben hast, würde ich Dir empfehlen, Deine Optik im Mikroskopie Forum, in dem Du ja auch Mitglied bist, vorzustellen und zu erfragen, wer an gleicher Optik mit welchem Immersionsöl arbeitet. Das ist wohl der sicherste Weg.
Vielleicht helfen Dir diese Ausführungen ein wenig weiter!
Dieter
Hallo Andreas,
zunächst möchte ich mich ganz herzlich für Deine Bemühung und Deine Ausführungen bedanken. Auf die von Dir beschriebenen Hinweise habe ich gehofft um geziehlt ein geeignetes Gerät kaufen zu können. Als Preisrahmen habe ich 400 bis 1000 Euro eingeplant und denke, dass eine kartenkompatible Version wohl am sinnvollsten wäre. Ich werde mich bei dem von Dir benannten Hersteller in den nächsten Tagen erkundigen.
Nochmals herzlichen Dank!
Dieter
[hr]
Liebe Sabine, lieber Fredy
vielen Dank für Eure Hinweise und die Verlegung meiner Anfrage an die passende Stelle im Forum. Mit dem, was ich bisher hier lesen konnte bin ich schon viele Meilensteine weiter und bin gepannt, was es letztendlich für ein Gerät werden wird.
Herzliche Grüße!
Dieter
Liebe Pilzfreunde,
zur Zeit überlege ich ein gps-Gerät anzuschaffen um Kartierungen von Pilzfunden vorzunehmen zu können. Hierbei würde mich interessieren, ob weitere Mitglieder bereits Erfahrungen mit einem derartigen Gerät gesammelt haben und vielleicht auch ein System empfehlen können. Hierbei ist sicher die Auflösung des Gerätes von besonderer Wichtigkeit um es vor Ort effektiv einsetzen zu können.
Ich bin gespannt auf Eure Antworten!
Viele Grüße!
Dieter
Hallo Asconymar,
der von mir geschriebene Beitrag ist sich etwas außerhalb der Spur und ich hätte ihn auch nicht eingestellt, wenn es nicht die Rubrik "Wissenschaftliches" in diesem Forum geben würde. Um so mehr freue ich mich über Deine Rückmeldung und über Deine Bereitschaft, diesen Beitrag anzunehmen.
Aus vorherigen Beiträgen u.a. von Björn und deren Rückmeldungen habe ich entnommen, dass einige Mitglieder dieses Forum überlegen, sich auch mikroskopisch Pilzen zu nähern. Scleroderma citrinum wäre da sicher ein gutes Einstiegsobjekt. Leider sind histologische Aufnahmen von Pilzen selten, so das besonders dem Anfänger wenig (mikroskopische) Vergleichsmaterial zu Verfügung steht und ein Pilz häufig nicht im histologischem Ganzen vorgestellt wird.
Vielleicht ist es mit diesem Beitrag gelungen, ein wenig Abhilfe zu schaffen.
Herzliche Grüße!
Dieter
Hallo H Gr Dryocopus,
vielen Dank für Ihre freundliche Aufnahme und Ihre Rückmeldung. Dieser Beitrag wird sicher nicht der Letzte sein und ich hoffe, bald wieder etwas einstellen zu können. Hierbei möchte ich, wie auch im obigen Beitrag, die, wenn möglich, vollständige Histologie von Pilzen verschiedener Taxa vorstellen. Leider sind derartige Untersuchung relativ aufwendig, so dass es etwas Zeit brauchen wird, bis Neues kommt.
Nochmals vielen Dank für Ihre Rückmeldung!
Dieter
[hr]
Hallo Ralf,
auch bei Dir möchte ich mir zunächst für Deine Rückmeldung bedanken.
Zur Beantwortung Deiner ersten Frage würde ich gerne noch einmal auf die Aufnahme der Abbildung 20 verweisen. Hierbei fällt besonders das dicht verwobene und somit kompakte Mycel am Rand des Fraßganges auf. Dieses Mycel ist nicht nur lokal vorhanden, sondern begrenzt alle beobachteten Fraßgänge. Weder der Bereich der Subgleba noch des restlichen Pilzkörpers besitzt ein derart kompakt ausgebildetes Hyphengeflecht, was auf eine Barrierefunktion hinweisen könnte und so ein weiteres Eindringen des Fressfeindes in die Subgleba erschwert. Dieses wäre als spezifische Abwehrreaktion des Pilzes zu werten. Das nachträgliche Zuwachsen von Hohlräumen mit einem zunächst locker strukturiertem Mycel ist sicher ein sekundärer, unspezifischer Vorgang. Würde letzterer Mechanismus alleine wirksam sein, bleibt die Frage offen, zu welchem Zweck eine kompakte Randbegrenzung ausgebildet wird. Vielleicht habe ich die Möglichkeit, bei der diesjährigen Probenahme eine jungen Fruchtkörper vorab z. B. durch einen Anschnitt oder Stich im Bereich der Subgleba zu schädigen um nach einer mehrwöchigen "Wundheilung" diesen Bereich vergleichend histologisch zu untersuchen. Auf diese Weise ließe sich entscheiden, ob eine spezifische oder unspezifische Reaktion abläuft.
Deine zweite Frage, wie lange der Pilz in Abhängigkeit von seinem Reifezustand bereit ist auf Fraßfeinde zu reagieren und eine "Wundheilung " durchzuführen, kann nur durch ausführlichen Langzeitstudien geklärt werden. Hierbei ist aber anzunehmen, dass der Pilz nur solange bereits ist auf derartige Fraßfeinde und deren Läsionen zu reagieren, solange die Gefahr besteht, dass die Sporenreife der zentralen Gleba nicht abgeschlossen werden kann. Es macht sicher für den Pilz keinen Sinn, im Endstadium der Reife Energie zur Abwehr und Wiederherstellung zu investieren, wenn der Rest des Pilzkörpers schon auf Lyse geschaltet hat.
Vielen Dank für Deine Fragen!
Dieter
Liebe Pilzfreunde,
in diesem Beitrag möchte ich die Histologie des Pilzes Scleroderma citrinum Pers. (Dickschaliger Kartoffelbowist) vorstellen. Mikroskopische Aufnahmen der Sporen dieses Pilzes sind hier schon mehrfach gezeigt worden. Im Folgenden sollen nicht nur Sporenpräparate, sondern der gesamte Vegetationskörper des Pilzes an Paraffin- und Kunststoffschnitten, aber auch an KOH-Quetschpräparaten vorgestellt werden.
Vor einer histologischen Besprechung soll zunächst eine kurze Beschreibung des Pilzes erfolgen. Scleroderma citrinum gehört zur Unterabteilung der Basidiomycotina, der Klasse Gasteromycetes (Bauchpilze), der Familie Sclerodermataceae und der Gattung/Art Scleroderma citrinum (systematische Einordnung entnommen aus dem Lehrbuch: Allgemeine Mykologie, Herbert Weber, 1. Aufl., 1993). In Abbildung 1 wird eine Freilandaufnahme des reifen Pilzes an seinem natürlichen Standort und nach einer Erdaushebung gezeigt. Der Pilz besitzt einen nahezu runden Fruchtkörper (Gastero-thezium) mit einem Durchmesser von 6 bis 12 cm. Kennzeichnendes Merkmal von Scleroderma citrinum ist eine ein- bis zweischichtige, dickschalig-ledrige Peridie, die an der Oberfläche grobschuppig, rotbraun gezeichnet ist (Exoperidie). Bei dem hier gezeigten Pilz ist eine Zwillingsbildung (rechts unten) zu beobachten. Der Pilz ist mit Hyphensträngen (–žWürzelchen–œ, siehe Abb. 1B) am Substrat befestigt. Ob dem hier ausgehobenen Pilz eine Mykorrhiza vorliegt, kann nicht beantwortet werden.
Abb. 1: Freilandaufnahme von Scleroderma citrinum mit Zwillingsbildung, A vor-, B nach einer Aushebung
Wird der reife Fruchtkörper quer zerteilt und die Hälften stereoskopisch gesichtet, wird ein Blick auf das hymeniale Gewebe (gastrales Basidioma) erhalten. Da sich der Fruchtkörper von Scleroderma citrinum angiokarp entwickelt, bleiben die Sporen bis zur ihrer endgültigen Reife von der dickwandigen Peridie umschlossen. Erst nach Abschluss der Reife öffnet sich die Peridie durch Rissbildung und entlässt die Basidiosporen ins Freie (Ausstauben). Die sporenbildende Hyphenmasse wird als Gleba bezeichnet. In Abbildung 2 wird ein Anschnitt der Gleba gezeigt. Die Gleba gliedert sich in Glebakammern, die im Zustand der Reife mit Basidiosporen gefüllt sind. Die Kammern werden untereinander durch Tramaplatten-/-stränge (steriles Mycel) voneinander getrennt. Die mit reifen Sporen gefüllten Glebakammern zeichnen sich durch eine tiefschwarze Farbe mit leicht violettem Stich aus. Die Basidien von Scleroderma citrinum befinden sich nicht in einem geordnetem Hymenium, sondern liegen locker eingestreut in Hyphengeflechten der –žGlebakammern–œ. Die Holobasidien sind schmal-keulenförmig und tragen 4 bis 6 Meiosporen. Diese sitzen auf zum Teil lang ausgezogenen Sterigmen und werden passiv abgetrennt (sog. Statismosporen). Die sporentragenden Basidien sind nur an frühen Fruchtkörpern (Farbwechsel des Fruchtfleiches von gelb nach schwarzbraun) zu beobachten.
Abb. 2: Anschnitt des Fruchtkörpern von Scleroderma citrinum (Gl Gleba, Pe Peridie, sGk sporengefüllte Glebakammer, Tr Tramastränge)
Das Hyphensystem von Scleroderma wird als trimitisch beschrieben. Es soll aus generativen Hyphen, Skelett- und Bindehyphen bestehen. Aufgrund des fortgeschrittenen Reifezustandes und der damit verbunden Teillyse der Gleba ist im vorliegenden Falle keine sichere Zuordnung der Hyphen mehr möglich. Im Folgenden sollen Hyphen verschriebener Abschnitte des Pilzes beschrieben werden, die sich morphologisch deutlich voneinander unterscheiden lassen (KOH-Quetschpräparation).
Die Vegetationsperiode des Pilzes reicht von Juli bis November. Aber auch im Dezember können noch geschlossene, reife Fruchtkörper gefunden werden. Die in diesem Beitrag histologisch verarbeiteten Pilze wuchsen auf einem pH-saurem, kalkarmen Boden eines Kiefernbestandes (Pinus sylvestris; pH-Wert 4,75). Alle verarbeiteten Pilze befanden sich in einem reifen Zustand.
Mikroskopische Untersuchung des Pilzes Scleroderma citrinum
Vor einer Beschreibung der mikroskopischen Anatomie des Pilzes Sclerderma citrinum sollen zunächst die in diesem Beitrag verwendeten Abkürzungen alphabetisch aufgelistet werden. Hierbei ist eine Trennung zwischen Bildbeschrif-tungen und Zonierungen in Bildern vorgenommen worden:
Abkürzungen der Bildbeschrifungen
AdGk...........Anlage der Glebakammer
aHr.............anhaftende Hyphenreste
aPp.............abgelöster Protoplast
Ar...............Arthropodenrest
bMy............basales Mycel
dSp............degenerierte Spore
eA.............epidermale Ausscheidungen
eMy...........einwachsendes Mycel
Fg.............Fraßgang
Gl..............Gleba
Gk.............Glebakammer
iSw............innere Sporenwand
HdG...........Hphen der Glebakammern
Hr.............Hohlraum
LdFg..........Lumen des Fraßganges
lHr.............lytisch gebildeter Hohlraum
lMy............lockeres Mycel
lR..............lytisch enstandener Spaltraum
Lu.............Lumen
MdP..........Mycel der Peridie
My............Mycel
n-wO........netzig-warzige Ornamentierung
Ol............Oleifere
Pe............Peridie
RdB..........Reste der Basidien
RdFg.........Rand des Fraßganges
Sg...........Subgleba
sGh..........sklerifizierte Generativhyphe
sGk..........sporengefüllte Glebakammer
Sn...........Schnalle
Sp...........Spore/n
tHg..........teillysiertes Hyphengeflecht
Tr............begrenzende Tramastränge
wHy.........weitlumige Hyphe
zGl...........zusammengefallene Gleba
Abkürzungen der Zonierungen
Ba...........Pilzbasis
Ds...........lockere Deck-(–žHut–œ)-schicht
Ed...........Endoperidie
eMy........einwachsendes Mycel
Ex1/2......äußerer und innerer Abschnitte der Exoperidie
Fk...........Fruchtkörper
Gl...........Gleba
LdF.........Lumen des Fraßganges
Sg..........Subgleba
Sub.........Substrat
vMy........verdichtetes Mycel
(an dieser Stelle sei empfohlen, die Auflistung auszudrucken und zum Vergleich den folgenden Abbildungen beizulegen)
1. Untersuchung eines reifen Fruchkörpers von Scleroderma citrinum
In Abbildung 3 wird eine mikroskopische Aufnahme eines Querschnittes durch den nahezu reifen Fruchtkörper von Scleroderma citrinum gezeigt. Zentral ist die Gleba zu erkennen, deren Kammern durch Tramastränge voneinander getrennt sind. Umgeben wird die Gleba von einer Peridie, die an den Flanken dickwandig und gut färbbar, apikal aber dünnschichtig ausgebildet ist. Im oberen Abschnitt des basalen Anteiles des Pilzes befindet sich der Bereich der Sub-gleba, die im vorliegenden Falle Fraßgänge aufweist.
Abb. 3: Übersichtsaufnahme eines Querschnittes des nahezu reifen Fruchtkörper von Scleroderma citrinum
Wird die Gleba bei höherer Vergrößerung betrachtet, ist die durch Tramastänge begrenzte, kammerartige Gliederung deutlich zu erkennen (Abb. 4). In den Kammern sind reife Sporen sowie Sporen, die ihre Entwicklung nicht vollenden konnten, zu beobachten. Der Anteil an degenerierten Sporen in den Kammern kann auf einem Wert von 5% geschätzt werden. Die umgebenden Tramastänge sind in einer schleimigen Matrix eingebettet, die sich durch Fuchsin leicht rosa anfärbt.
Abb. 4: Aufnahme der in Kammern gegliederten Gleba
In Abbildung 5 wird eine Detailaufnahme einer Glebakammer gezeigt. Die intensiv rot angefärbten Sporen werden von einer teillysierten, schleimigen Matrix umschlossen, bei der es schwer fällt, einzelne Hyphenstränge zu verfolgen. Be-sonders deutlich wird der Zerfall bei einer mikroskopischen Betrachtung im Phasenkontrast. Skeletthyphen, die der Lyse wiederstehen müssten, konnten in den hier untersuchten Kammern nicht beobachtet werden. Bei einer Betrachtung der Sporen ist die netzig-warzige Ornamentierung zu erkennen. Des Weiteren fallen randständige, weitlumige Hyphen auf, die in Ein- oder Mehrzahl in allen Kammern vorhanden sind. Der Durchmesser dieser Hyphen beträgt im Mittel 28,4 µm. Die scharfe Randbegrenzung der weitlumigen Hyphen schließt aus, dass es sich um lysigen gebildete Hohlräume handelt. Auf die Besonderheit dieser Hyphen soll bei der Behandlung des –žHyphensystemes–œ noch einmal eingegangen werden.
Abb. 5: Detailaufnahme einer Glebakammer (beachte die weitlumigen Hyphe)
Richtet sich der Blick auf den Bereich kurz unterhalb der Peridie, sind auch hier weniger deutlich abgegrenzte Gleba-kammern zu beobachten (Abb. 6). In den Kammern befinden sich eine erheblich geringere Anzahl vollständig ausge-bildeter Sporen. Es überwiegen deformierte/degenerierte Sporen sowie mit Fuchsin tiefrot anfärbbare Hyphen (Abb. 7). Werden die Hyphen bei hoher mikroskopischer Vergrößerung betrachtet, ist an Wenigen zu erkennen ist, dass es sich
um degenerierte Basidien handelt.
Abb. 6: Aufnahme des Bereiches unterhalb der Peridie
Abb. 7: Detailaufnahme einer Kammer des Bereiches unmittelbar unterhalb der Peridie
Gleiche Verhältnisse zeigen sich auch bei den Kammern im Bereich der Subgleba (medianer bis teilbasaler Anteil des Pilzes; siehe Abb. 8). Die Glebakammern sind auch hier nicht scharf begrenzt, enthalten in der Mehrzahl Sporen in degradiertem Zustand und zeichnen sich durch gut anfärbbare, –žzerstreut liegende–œ Reste der Basidien aus. Soll der Zustand dieser Kammern im Vergleich zu Kammern der zentral liegenden Gleba bewertet werden, ist zu vermuten, dass ein stofflicher Gradient dafür sorgt, dass die dezentralen Lokalitäten der Fruktifikation einer Hemmung unterliegen oder in der Reife nicht gefördert werden (gleiches ist auch bei einer Zwillingsbildung zu beobachten, sie unten).
Abb. 8: Detailaufnahme einer Kammer im Bereich der Subgleba
Auf die Subgleba folgt der basale, stielartige Abschnitt des Pilzes, der mit seiner Unterseite über –žWürzelchen–œ mit dem Substrat (hier: dem Waldboden) verbunden ist. Wird eine Detailaufnahme dieses Pilzbereiches aufgenommen, zeigt sich, dass das Mycel weitmaschig verwoben ist und sich durch mittel- bis weitlumige Hyphen auszeichnet (Abb. 9). Die Merk-male dieser Hypen lassen den Schluss zu, dass ihnen eine wesentliche Aufgabe beim Transport von Wasser und Nährstoffen zufällt.
Abb. 9: Hyphengeflecht des basalen, dem Substrat aufsitzenden Bereich des Pilzes Scleroderma citrinum
Bei einer mikroskopischen Durchmusterung des basalen Pilzabschnittes fallen Hyphen auf, die nicht erkennbar septiert sind und einen Durchmesser von 25 bis 30 µm besitzen (Abb. 10). Werden diese Hyphen in Beziehung zu den weit-lumigen, quer angeschnittenen Hyphen der Glebakammern gesetzt, ist eine deutliche, morphologische Übereinstimmung festzustellen. Da im Lumen dieser Hyphen nur geringe organische Reste zu beobachten sind, ist zu vermuten, dass ihnen die Aufgabe zufällt, Wasser zu den Orten der Fruktifikation zu leiten.
Abb. 10: Weitlumige, nicht septierte Hyphe des basalen Pilzbereiches
Nachdem die verschiedenen Abschnitte des Pilzes vorgestellt wurden, soll noch einmal auf den Reifegrad der Gleba eingegangen werden. Die Lyse, die im Geflecht der Glebakammern stattfindet und die Sporen, die in einer teillysierten Matrix einbettet sind, wurden bereits beschrieben. Bei der histologischen Verarbeitung fallen Schnitte auf, die dem des Bildes der Abbildung 11 entsprechen. Teile der Gleba erscheinen als großer Hohlraum. Diese Hohlräume entstehen als wandständige oder zentrale Ablösungen der Gleba bei gleichzeitiger, fortgeschrittener Lyse.
Abb. 11: Übersichtsaufnahme eines Querschnittes eines reifen Fruchtkörpers mit Hohlraumbildung
Die Lyse führt zur Trennung zwischen den Tramasträngen und vereinzelt die Glebakammern. Da sich auch in den Gleba-kammern das Hyphengeflecht durch Lyse auflöst, werden die Sporen in die Lage versetzt, nach Aufriss des Frucht-körpers –žausstauben–œ zu können. In Abbildung 12 wird eine Aufnahme vom Randbereich der lytischen Zone gezeigt. Hierbei lässt sich die lytische Trennung im Bereich der Tramastränge, aber auch die fortgeschrittene Lyse der Gleba-kammern selbst beobachten.
Abb. 12: Aufnahme eines lytisch veränderten Abschnittes der Gleba
2. Beschreibung auffälliger Hyphen von Scleroderma citrinum
Im folgenden Abschnitt sollen Hyphen mit auffälligen Merkmalen beschrieben werden. Es wurden bereits weitlumige Hyphen beschrieben, die vom basalen Abschnitt des Pilzes bis zu Glebakammern führen und und vermutlich für eine Wasserversorgung der Kammern verantwortlich sind. Des Weiteren fallen an der Oberfläche des Pilze grobschuppige, rotbraun gezeichnete, warzige Bereiche auf. Wird Material dieser –žWarzen–œ abgenommen und zu Quetschpräparaten verarbeitet, sind neben generativen Hyphen auch Hyphen mit gelbbraunem Inhalt zu beobachten. Das Erscheinungsbild dieser Hyphen entspricht am ehesten denen von Oleiferen (siehe Abb. 13A). Die Nester dieser Oleiferen werden von dickwandigen, generativen Hyphen (GH) mit Schnallen an den Septen unterlagert. Die Dickwandigkeit weist auf sklerifizierte, generative Hyphen hin (Abb. 13B). Wird Randmaterial der Glebakammern in Kalilauge zu Quetsch-präparaten verarbeitet, sind stark verzeigte, schnallentragende Hypen zu erkennen (Abb. 13C). Der Durchmesser dieser Hyphen ist nur etwa halb so groß wie der, der zuvor beschriebenen sklerifizierten Generativhyphen. Die Morphologie dieser Hyphen entspricht denen von Bindehyphen (BH). Leider ist eine Zuordnung schwierig, da die Gleba in einem fortgeschrittenen Lysestadium vorliegt. Typische Skeletthyphen, die nach Literaturangabe dem Prozess der Lyse widerstehen müssten, konnten in den hier gesichteten Quetschpräparaten nicht beobachtet werden. Wird die Peridie genauer mikroskopisch betrachtet, fallen schmale, langstreckig verlaufende und wenig verzweigte Hyphen auf, die sich mit Fuchsin intensiv rot anfärben (Abb. 13D). Vermutlich handelt es sich auch bei diesen Hyphen um einen Typ von Oleiferen.
Abb. 13: Aufnahmen von Hyphen des Pilzes Scleroderma citrinum in Quetsch- und Schnittpräparaten, A Oleiferen an der Oberflächer der Peridie, B sklerifizierte, generative Hphen der Peridie, C Bindehyphen der Glebakammern, D abstei-
gende Oleiferen der Peridie
3. Beschreibung der Sporen von Scleroderma citrinum
Nachdem die Hyphen des Pilzes Scleroderma citrinum beschrieben wurden, sollen nun die Sporen besprochen werden. In Abbildung 14 wird ein mit Lactophenol-Baumwollblau gefärbtes Einschlusspräparat der Sporen gezeigt. Das Mycel der Glebakammern ist vollständig aufgelöst. Die nahezu runden Sporen sind dunkelbraun gefärbt und zeichnen sich durch eine netzig-warzige Ornamentierung der Oberflächen aus (Abb. 14A). Wird Sporenmaterial nach einer Paraffineinbet-
Abb. 14: Aufnahmen der durch Lyse freigelegten Sporen von Scleroderma citrinum
tung geschnitten (siehe Abb. 5), erscheinen die Sporen leer oder enthalten nur wenige protoplasmatische Reste. Im Unterschied hierzu bleibt bei der Kunststoffschnitttechnik der Protoplast erhalten. In Abbildung 15B wird ein 2 µm dicker Schnitt durch eine Spore gezeigt. Hierbei wird ein Blick auf die Sporeninnenwand und den in diesem Falle abgelösten Protoplasten erhalten. An der äußeren Ornamentierung haften Reste lysierten Hyphenmateriales. Ein Zellkern oder Zellkerne konnten nicht beobachtet werden. Nach Literaturangaben soll die Primärhyphe bereits im dikaryotischen (haploiden Zweikern)-Status keimen. Zum Abschluss der mikroskopischen Sporenuntersuchung wurde eine Größenbe-stimmung vorgenommen. Hierbei wurde ein mittlerer Durchmesser von 9,8 µm, ein minimaler von 8,2 µm und ein maximaler Wert von 11,3 µm ermittelt (bitte beachte, dass es sich um nahezu runde Sporen handelt). Der mittlere Durchmesser von 9,8 µm fällt für Sporen von Scleroderma citrinum etwas zu niedrig aus. Diese Abweichung ist sicher auf die Art der Messung zurückzuführen. Hierbei wurden die Sporen bei 1450-facher Vergrößerung unter Beachtung der Maßgabe, dass die abstehende Ornamentierung nicht mit erfasst wird, vermessen.
Abb. 15: Detailaufnahmen der Sporen von Scleroderma citrinum; A native Spore, B Dünnschnitt durch eine Spore
4. Mikroskopische Untersuchung der Zwillingsbildung von Scleroderma citrinum
In Abbildung 1 wurde eine Freilandaufnahme des Pilzes Scleroderma citrinum gezeigt. An der unteren, rechten Seite des Pilzes ist ein Auswuchs zu beobachten. Dieses Auswuchs ist hier als Zwillingbildung bezeichnet worden. Im Unterschied zum Mutterpilz besitzt die Zwillingsbildung keine –žWürzelchen–œ und ist somit nicht als eigenständiger Pilz zu betrachten. In Abbildung 16 werden makroskopische Übersichtsaufnahme einer quer aufgeschnittenen Zwillingsbildung gezeigt. Wird ein seitlicher Anschnitt betrachtet, lässt sich eine dickwandige Peridie von einer prospektiven Gleba und einer Subgleba unterscheiden (Abb. 16A). Eine Kammerung der Gleba sowie eine Füllung der Kammern mit schwarzbraunen Sporen ist nicht zu beobachten. Bei einer medianen Schnittführung durch die Zwillungsbildung zeigt sich, dass der –žGlebasack–œ zusammengefallen ist und sich einseitig an die Peridie angelagert hat (Abb. 16B). Die makroskopischen Beobachtungen lassen vermuten, dass es bereits im Frühstadium der Fruktifikation zu einem Abbruch und einer Degeneration der Gleba gekommen ist.
Abb. 16: Makroskopische und mikroskopische Aufnahmen einer Zwillingsbildung, A seitlicher-, B medianer
Anschnitt der Zwillingsbildung, C histologischer Schnitt durch die Zwillingbildung
Um den Entwicklungstand der Gleba genauer beurteilen zu können, wurde eine Zwillingsbildung histologisch bearbeitet. In Abbildung 16C wird eine Übersichtsaufnahme eines entsprechenden Schnittes gezeigt. Auf eine Peridie folgt eine prospektive Gleba, die von einem Anteil der Subgleba unterlagert wird. Wie bereits beschrieben, zeigen sich bei der Gleba der Zwillingsbildung nicht die typischen Merkmale des reifen Zustandes des Mutterpilzes. Bei hoher mikros-kopischer Vergrößerung ist ein lockeres Mycel zu erkennen, in das nesterartig die Anlagen der Glebakammern einge-streut sind. Die Bildung scharf begrenzender Tramasträngen fehlt noch. In den Nestern lassen sich mikroskopisch keine Basidien beobachten. Auffällig sind Hyphen, die sich mit dem Fuchsinanteil des Farbstoffgemisches intensiv rotbraun anfärben. Wird das mikroskopische Bild dieser Gleba mit Aufnahmen von dezentral liegenden Glebakammern des Mutterpilzes verglichen, ist eine hohe Übereinstimmung zu beobachten (vergleiche Abb. 17 mit den Abb. 7 und Abb. 8). Im Unterschied zu Letzteren sind in der Gleba der Zwillingbildung keine Sporen vorhanden. Ob der Abbruch der Gleba-entwicklung des Zwillings auf eine hemmende Wirkung des Mutterpilzes oder auf das nahende Ende der Vegetations-periode des Pilzes zurückzuführen ist, kann nicht sicher entschieden werden. Auffällig ist jedoch, dass alle zum Ende der Vegetationsperiode gesammelten Pilze das gleiche Reifestadium aufwiesen, sich aber hinsichtlich ihrer Größen deutlich voneinander unterschieden. Die Frage, auf welche Weise eine derartige Synchronisation stattfindet, kann hier nicht beantwortet werden.
Abb. 17: Detailaufnahme der Gleba der Zwillingsbildung
Nach einer Studie der Gleba wurde die Peridie im Detail mikroskopisch untersucht. Im Unterschied zum Mutterpilz lässt sich die Peridie der Zwillingbildung nach einer Kombinationsfärbung in verschiedene Abschnitte unterteilen (siehe Aufnahme der Abb. 18). Auf ein loses, in Teilen abgelöstes Mycel der Deckschicht (entspricht der –žHuthaut–œ der hyme-nialen Basidioma) folgen ein lockeres hellblau gefärbtes und ein kompakt ausgebildetes, tiefblau gefärbtes Mycel. Diese Mycelanteile sind wohl der Exoperidie zuzuordnen. In die Tiefe folgt ein weiteres, weniger tiefblau gefärbtes Mycel mit hoher Geflechtdichte (Endoperidie). Hierauf folgt die prospektive Gleba. Der Übergang zwischen beiden Schichten verläuft unscharf. Sollen die Beobachtungen am Zwilling auf den Mutterpilz übertragen werden, ist zu ver-
Abb. 18: Aufnahme eines Querschnittes durch die apikalen Bereich der
Peridie des Zwillings
muten, dass die Peridie des reifen Fruchtkörpers im Wesentlichen von Anteilen der Endoperidie bedeckt wird (vergleiche Abb. 18 mit Abb. 3). An einer weiteren Untersuchung soll der Aufbau der Peridie des Zwillings mit der sich entwickelnden Peridie des Mutterpilzes verglichen werden (siehe Abschnitt –žAusblick–œ).
5. Mikroskopische Untersuchung von Fraßgängen im Bereich der Subgleba
Im Bereich der Subgleba sind weitlumige Hohlräume zu erkennen. Diese Hohlräume fallen bereits bei der histologischen Übersichtsaufnahme der Abbildung 3 auf. Werden die Hohlräume bei höherer Vergrößerung mikroskopisch untersucht, wird deutlich, dass es sich um Fraßgänge handelt. An den –žWänden–œ der Fraßgänge sind blau angefärbte, epidermale Ausscheidungen zu beobachten. Des Weiteren enthalten viele Hohlräume Reste eines Arthropoden. Hierbei ist zu ver-muten, dass zunächst der Fraßgang, vermutlich durch einen Nematoden, angelegt wurde und anschließend ein Arthro-pode (eine genauere Bestimmung ist an den Resten nicht möglich) gefolgt ist.
Abb. 19: Übersichtsaufnahme eines Fraßganges mit Resten eines Arthropoden
Um die Reaktion des Pilzes auf den Fressfeind genauer beschreiben zu können, wurde die Begrenzung des Fraßganges bei höherer Vergrößerung untersucht. Von Seiten der Subgleba bildet der Pilz ein begrenzendes, kompaktes und dicht verwobenes Mycel aus (siehe Abb. 20). Die Hyphen zeichnen sich durch rot anfärbbare Einschlüsse (Defensine?) aus. Material der aufliegenden, epidermalen Ausscheidung des Fraßfeindes wird von Hyphen durchwachsen. Aber auch von nicht belegten Abschnitten wachsen Hyhen aus dem begrenzenden, kompakten Mycel hervor und setzen sich in das Lumen des Fraßganges fort. Wie bei den Hyphen der Begrenzung zeichnen sich auch die einwachsenden Hyphen durch rot anfärbbare Einschlüsse aus.
Abb. 20: Detailaufnahme der Begrenzung des Fraßganges mit einwachsendem Mycel
In Abbildung 21A wird eine Aufnahme gezeigt, bei dem das gesamte Lumen des Fraßganges durch eine lockeres Mycel geschlossen wurde. Die randständigen, epidermalen Ausscheidungen sind durchwachsen, aber nicht abgebaut worden. Dies könnte an enthaltenen Scleroproteinen liegen, die einem Abbau entgegen wirken. Die Hpyhen selbst zeichnen sich durch eine rote Anfärbbarkeit aus. Bei weiterer Durchmusterung der Subgleba sind Fraßgänge zu entdecken, die voll-ständig durch ein dichtes Mycel geschlossen wurden. Der Randbereich der ehemaligen Fraßgänge mit anliegendem,
Abb. 21: Früher und später Zustand von Fraßgängen nach einer Reaktion des Pilzes Scleroderma citrinum
epidermalem Ausscheidungsprodukt ist deutlich in Form einer –žNarbe–œ zu erkennen. Die Affinität zu Fuchsin ist verloren gegangen, so dass das füllende Mycel ein für die Subgleba typisches Färbeverhalten zeigt. Die Frage, ob und bis zu welchem Reifegrad der Pilz Scleroderma citrinum in beschriebener Weise auf einen Fraßfeind reagieren kann, lässt sich hier nicht beantworten.
Ausblick
In der vorliegenden Untersuchung wurden Pilze verarbeitet, bei denen sich die Fruchtkörper im reifen Zustand am Ende der Vegetationsperiode befanden. Im Rahmen eines ergänzenden Beitrages sollen Pilze gesammelt und verarbeitet werden, an denen die frühen Bildungs- und Entwicklungsstadien der Peridie und der Gleba (Sporenbildung an Basidien) beobachtet werden können.
Anmerkung: Die hier beschriebene systematische Einteilung des Pilzes Scleroderma citrinum entspricht nicht dem aktu-ellen Wissensstand, hebt aber den Unterschied der gastralen zur hymenialen Organisation besonders deutlich hervor.
Ich wünsche viel Freude beim Lesen dieses Beitrages!
Dieter
Hallo Björn,
es ist eine gute Nachricht zu hören, dass Deine Optik noch keinen Schaden genommen hat, was sicher auf einen sorgfältigen Umgang mit Deinem Mikroskop (das Du auch offensichtlich sehr schätzt) zurückzuführen ist.
Eine Kontamination von Objektiven tritt in der Regel bei gedankenlosem Arbeiten (von dem sich wohl keiner ganz freisprechen kann), zum Beispiel bei einem Vergrösserungswechsel, auf. Das Risiko steigt ab dem Gebrauch des Objektives mit einer Maßstabszahl von 40x und nimmt stark bei Verwendung von Immersions-Objektiven zu. Deinem Beitrag entnehme ich, dass Du "vielleicht" nach meinem Eintrag Deine Objektive durchgesehen hast (ein Automatismus eines pflichtbewußten Mikroskopikers!).
Herzliche Grüße!
Dieter
Hallo Herr H Gr Dryocopus,
mit meinem Beitrag wollte ich Sie keinesfalls von der mikroskopischen Bearbeitung von Pilzen abschrecken. Ich möchte sogar etwas weiter gehen und behaupten, dass man die Organisation eines Pilzes erst vollständig verstehen kann, wenn man auch die zugehörig mikroskopische Anatomie kennt.
Die mikroskopische Bearbeitung von Pilzmaterial ist im Vergleich zur zoologischen oder botanischen Histologie im Ansatz einfach und gut praktikabel. Schnitttechniken sind in der Regel nicht erforderlich und Befunde lassen sich ohne großen Zeit- und Materialaufwand erhalten.
Mit der von mir beschriebenen Einschlusstechnik ist sichergestellt, dass die mikroskopische Optik keinen Schaden nimmt, so dass es möglich ist, das Objekt unbeschwert zu bearbeiten. Hierzu gehört aber auch die Kenntnis und das Bewußtsein, welche Reagenzien mit welchen Inhaltsstoffen zum Einsatz kommen. Ein einfaches Bespiel sei benannt: Ein gern genommenes und auch hier im Forum schon mehrfach beschriebenes Reagenz und Einschlussmittel ist Lactophenol-Baumwollblau. In diesem Reagenz ist ein hoher Anteil an Milchsäure enthalten. Milchsäure wirkt korrosiv auf den Metallkörper und die Verspiegelung des Objektives. Zwar handelt es sich hierbei nicht um eine in Wasser stark dissoziierende Säure, aber mit der Zeit leistet auch Milchsäure ihr Werk. Häufig wird die Schädigung am Objektiv nicht direkt, sondern erst Wochen später sichtbar. Aus diesem Grunde empfehle ich, die von mir vorgestellte Einschlusstechnik mit Sorgfalt an jedem Präparat vorzunehmen, damit die Freude an der mikroskopischen Bearbeitung von Pilzen nicht verloren geht. Neben dem Schutz des Objektives wirkt der Lackeinschluss auch einer Austrocknung des Präparates entgegen.
Herzliche Grüße!
Dieter
Hallo Björn,
vielen Dank für Deinen schönen mikroskopischen Beitrag. Ich würde gerne einen ergänzenden Hinweis zur mikroskopischen Untersuchung von Pilzen geben.
Im Rahmen der präparativen Pilzbearbeiten kommen verschiedenste Reagenzien zum Einsatz. Leider lässt sich Pilzmaterial häufig nur unter Verwendung aggressiver, anorganischer Lösungsmittel und Verbindungen darstellen, die in der Regel gleichzeitig als Einschlussmittel dienen. Hier seien exemplarisch genannt:
Ammoniak, Natron- oder Kalilauge, Schwefelsäure, Iod, usw.
Die Mehrzahl dieser Verbindungen ist in der Lage, die Metallfassungen, die Linsenverspiegelungen und die Linsenkitte der mikroskopischen Optiken (der Objektive) anzugreifen und so stark zu schädigen. Besonders solche Verbindungen, die leicht Ausgasen (Ammoniak, Salzsäure/Chlorwasserstoff) oder Sublimieren (Iod) können trotz eines Abstandes zwischen Deckglas und Objektiv eine Schädigung verursachen.
Um eine Schädigung zu vermeiden, ist zu empfehlen, dass Pilzmaterial zunächst in einem Präpariernapf (kleiner Glastrog) zu mazerieren. Das gequollene Pilzmaterial wird in kleinen, zugetrimmten Stücken auf einem Standard-Objektträger (76 x 26 mm) übertragen und mit einem Deckglas belegt, das ausreichend Platz zum Rand des Objektträgers ausspart (z. B. ein Deckglas mit den Maßen 21 x 26 mm). Wird das Pilzmaterial gequetscht, sollte der austretende Überstand sorgfältig und möglichst vollständig entfernt werden. Anschließend wird der Deckglasrand mit einem Deckglaslack oder Nagellack umrandet. Bei Nagellack sollte die Umrandung doppelt aufgetragen werden (beachte hohe Schwindung des Nagelackkunstharzes). Nachdem der Nagellack vollständig getrocknet ist, sollte das gesamte Präparat einmal unter Wasser gespült (zur Entfernung verschleppter Säure- oder Laugenreste) und druckfrei mit einem Zellstofftuch abgewischt werden. Eine derartige Präparation mit sicherer Umrandung garantiert, dass die mikroskopische Optik keinen Schaden nimmt, besonders dann, wenn mit Immersionen (Objektive hoher Aperturen) gearbeitet werden muss.
Viel Freude beim Mikroskopieren!
Dieter
