Beiträge von Mreul

Hallo Ditte,

danke, auf I. sindonia hätt ich eigentlich kommen müssen, die kenn ich ja mittlerweile sogar aus meinem Garten, aber gut, da brauch ich einfach noch mehr Erfahrung mit den Risspilzen.

Viele Grüße

Matthias

Hi zusammen,

den Fund würde ich eher für Bisporella subpallida halten. Calycina citrina ist größer, intensiver gelb gefärbt (hier eher orangelich), wächst eher an liegenden Ästen, an Stümpfen eher weniger, und hat üblicherweise nicht diesen welligen Rand, ist aber sehr variabel.

Viele Grüße

Matthias

Hi Benjamin,

Zitat

Alle Mikrobilder stammen vom Einzelfruchtkörper, der auf den Bildern 4-7 zu sehen ist.

Gut, das erklärt schon mal, dass da alles nicht so recht zusammenpasst. Das Einzelexemplar würde ich für eine Mycena s.str. halten. Den Rest wahrscheinlich für Hemimycena, aber ohne die Mikros zu kennen kaum zu sagen. Ich würde prophezeien, dass Du da andere Sporen findest.

Zitat

Woran machst den denn fest, daß es etwas anderes ist?

Die Stielfarbe: Einzelexemplar eher grau, zur Basis hin bräunlich, nach oben einen recht scharfen Übergang zu weißlich bildend, alle anderen einheitlich weiß.

Der Fruchtkörper wirkt insgesamt kräftiger als die anderen, kann aber vom Bild theoretisch täuschen. Deutlicher Kontrast Stielfarbe zu Lamellenfarbe, bei den anderen recht einheitlich. Die Lamellen sind auch subtil anders, ich tu mich aber schwer das zu beschreiben.

So wirklich passen will da mit den Daten nix: M. vitilis passt makroskopisch am besten, hat aber schmälere und größere Sporen, galericulata kann so schmächtig sein, hat aber auch bei 4-sporigen Basidien größere Sporen, polgramma wäre makroskopisch sehr atypisch, würde mikroskopisch noch an ehesten hinkommen, fagetorum hat viel schmalere Sporen, ebenso flavescens, mehr fällt mir da grad nicht ein. Allesamt hätten jeweils andere Cheilos, aber hier scheint kaum was da zu sein, komm ich gleich dazu.

Zitat

Normalerweise, wenn ich Cheilozystiden finden will, versuche ich, mit dem Rasiermesser einen Millimeter vom Lamellenrand abzusäbeln. Auf dem Randstück finde ich dann (auch) die Cheilozystiden im Gegensatz zu den Pleurozystiden, die ich auf dem Nicht-Rand-Stück finde. Gehe ich recht in der Annahme, daß man das bei so kleinen Fruchtkörpern nicht macht/machen kann, da ja die ganze Lamelle vielleicht nur einen Millimeter breit ist?

Ich mach das so: Ich leg den Hut mit den Lamellen nach oben auf einen Objektträger und scheide eine komplette Lamelle raus, also zwei Schnitte parallel zur Lamelle, sodass die komplett abgetrennt ist, mit samt Huthaut oben dran. Dann zwei Schnitte, um den Teil mit der Schneide abzutrennen und einen, um den Teil mit der HDS abzutrennen. Bei manchen sehr kleinen oder gelatinösen Arten, kann das haarig werden, dann nehm ich einfach die ganze Lamelle und quetsch die. Muss mir dabei natürlich bewusst sein, was wo im Präparat liegt. Bei Exsikkaten wirds dann noch eine Stufe schwieriger, weil die ja noch kleiner werden, aber hab mittlerweile auch da etwas Übung, das dauerte lange, bis das geklappt hat.

Zitat

An ein paar Zellen sieht man etwas wie knubbelartige Auswüchse, die aber für Sterigmen zu kurz (und zu rundlich) sind. Könnten das Basidiolen sein, die die Sterigmen gerade ausbilden?

Genau das würde ich hier meinen zu erkennen.

Leider nichts, was bestimmungsrelevant wäre. Meine Ideen zu dieser Art hab ich oben geschrieben, aber da ich von hier aus nicht beurteilen kann, ob Cheilos wirklich fehlen oder unauffällig sind oder übersehen wurden, tu ich mich schwer, hier was einzuordnen, zumal es schon makroskopisch plus Sporen schwierig ist, was zu finden. Mehr Sporen wären natürlich gut, aber wenn nicht mehr zu holen ist, dann ists natürlich schwierig.

Die anderen Exemplare wären dann nochmal eine eigene Baustelle. Wie Ingo auch schon sagt, kein Vertreter der Sacchariferae (dazu gehören corynephora und tenerrima = adscendens), ich wäre bei einer Hemimycena.

Mehr kann ich leider nicht sagen, vielleicht klappts beim nächsten Fund besser. Das Angebot die Exemplare zu untersuchen, wenn sie getrocknet sind, insb. die vermeintliche Hemimycena, gilt nach wie vor, natürlich ohne Erfolgsgarantie.

Viele Grüße

Matthias

Hi Benjamin,

da müssen wir mal etwas sortieren, um da weiter zukommen:

Die Bilder 4-7 sind auf jeden Fall was anderes als die auf den Bildern davor. Die letzten beiden dann könnten identisch zu den Exemplaren auf dem ersten sein.

Zitat

Die schlechte Qualität und vermutlich dilettantische Vorgehensweise bitte ich zu entschuldigen. Helfen die Daten dennoch weiter?

Deine Ergebnisse sind deutlich besser als meine ersten Versuche mit einem solchen Helmling.

Auf dem Schirm haben muss man auch noch die Gattung Hemimycena s.l., die hier auch vorliegen könnte. Wie man jetzt weiterkommt: Zunächst mal müsste ich wissen, von welchen Exemplaren stammen die Mikros, von denen auf den ersten Bildern? Dann bräuchte man Cheilozystiden, also falls Du noch was hast von denen, mal versuchen die Lamellenschneide zu untersuchen (ja, das kann beim ersten Mal sehr pfriemelig werden). Die Cheilos sind sehr vielgestaltig, das grenzt sehr stark ein. Es kann trotzdem sein, dass man noch die Zellen der Hutdeckschicht und/oder Kaulozystiden braucht, bis Klarheit herrscht, aber das kommt drauf an, was bei den Cheilos rauskommt.

Wenn Du ein Exsikkat hast, kann ich die mir bei Interesse auch mal anschauen, dann können wir vielleicht die Art klären, aber wenn es Dir primär uns Lernen geht, dann macht das natürlich weniger Sinn.

Zitat

Die Sporen sind fast kugelförmig

Naja, die Spore auf dem letzten Bild mit den Basidien hat einen L/B-Quotienten von 1,5, die auf dem reinen Sporenbild rechts 1,3, die beiden links stehen leicht nach oben, erscheinen dadurch runder als sie sind. Wie Du schon festgestellt hast, ist M. corynephora makroskopisch deutlich bereift/körnig, davon seh ich nichts, und hätte dazu Sporen mit einem Quotienten von 1,1-1,2, da liegt Dein Fund deutlich drüber.

Zitat

Die Spore scheint durchsichtig zu sein, höchstens der Öltropfen hat sich verfärbt. Das kann man doch nicht "amyloid" nennen

Ich seh hier nichts Amyloides, allerdings würde ich nach dem Bild noch nicht mal erkennen, dass es nicht in Wasser aufgenommen wurde, auch die Basidien zeigen keine Gelbfärbung o.Ä., obs am Bild liegt kann ich von hier nicht sagen. Grundsätzlich kann das knifflig werden, wenn man nur sehr wenige Sporen hat, die Amyloidität festzustellen, weil manche Arten nur schwach amyloid sind und man das erst bei mehr Sporen oder gar am Sporenpulver eindeutig sehen kann. I.d.R. kann man bestimmen ohne die Amyloidität zu kennen, ggf. dann in Schlüsseln beide Wege gehen und die Ergebnisse vergleichen.

Viele Grüße

Matthias

Hi Rainer,

das was ich auf den Bilder sehe, würde ich farblich problemlos für mesophaeum durchgehen lassen (können aber auch andere Arten in dem Umfeld so). Beim ersten Exemplar ist v.a. die fehlende Cortina das Argument, dass es wohl was anderes ist, aber Einzelexemplare sind oft selbst mit Mikro sehr schwierig zu knacken.

Wenn Du an der Stelle wieder mal was findest im Lauf es Jahres, dann gerne mal mit herschicken, die Zeit wird sich finden, dass ich das anschaue.

Viele Grüße

Matthias

Hallo Rainer,

was ich noch zu Hebeloma ergänzen kann: Die gezeigte Gruppe hat ganz klar eine Cortina, man sieht es am besten am Stiel, die feinen Fasern, die wie ein "Minimal-Ring" aussehen. D.h. wir befinden uns hier in der Sektion Hebeloma, zu der beide Vorschläge nicht gehören, die haben keine Cortina.

Zudem: H. sarcophyllum im heutigen Sinne ist eine nordamerikanische Art und cylindrosporum ziemlich bis sehr selten.

Du dürftest hier was im Umfeld von H. mesophaeum gefunden haben, eine genaue Bestimmung geht aber generell bei Hebeloma (vielleicht mit Ausnahme von H. radicosum) und wie schon gesagt wurde nur mikroskopisch. Aber der allergrößte Teil Hebelomas mit Cortina war bei mir mesophaeum, ab und an waren auch mal andere dabei z.B. sordescens, die beim Trocknen ordentlich schwärzt (kann mesophaeum aber auch mal, die kann sehr viel).

Viele Infos zu Hebeloma findest Du hier: https://hebeloma.org/

Ob das erste Einzelexemplar die selbe Art darstellt wie die aus der Gruppe, da wäre ich mir nicht sicher.

Ne Interessante Hebeloma würd ich mir auch mikroskopisch mal ansehen, an den gezeigten hätte ich jetzt weniger Interesse, aber zu klären, ob es mesophaeum ist, wäre kein allzugroßer Aufwand, falls ein Exsikkat da sein sollte. Hebelomas kann man meistens mikroskopisch schon ganz gut bestimmen, aber es ist eine der aufwändigsten Gattungen im Reich der Lamellenpilze, weil man sehr viele Maße der Mikrostrukturen braucht. Auch die Ökologie ist wichtig, viele Arten kommen nur bei bestimmten Bäumen vor, andere nahezu überall.

Viele Grüße

Matthias

Hallo zusammen,

auf seinen Wunsch hin möchte ich noch Torsten Richter und seine Frau für ein Doppelzimmer anmelden wollen. Ich hoffe, das ist ok, auch wenn er nicht im Forum aktiv ist. Von Pilzen versteht er sehr viel und wäre in jeder Hinsicht eine Bereicherung für das Treffen.

Viele Grüße

Matthias

Hi,

also von meiner Seite gibt es auch bei diesen Mikromerkmalen keine Bedenken gegen pseudocorticola.

Die Cheilo- und Kaulozsytiden sind recht variabel, was die Länge der Auswüchse angeht, das kann innerhalb von einem Exemplar stark variieren, aber auch zwischen Exemplaren und Kollektionen. Die Zeichnungen bei Aronsen zeigen das recht gut:

A key to Norwegian Mycenas

Bei eigenen Funden hatte ich auch Zystiden mit sehr kurzen Auswüchsen dabei, die einfach als warzig durchgehen würden.

Oft varieren die Auswüchse auch mit der Lage an der Lamelle, i.d.R. sind die Zystiden in der Mitte weniger mit Auswüchsen besetzt als die zum Hutrand hin. Extrembeispiel ist Mycena silvae-nigrae, bei der die Zystiden am Hutrand viele lange, auch verzweigte Auswüchse haben, die Zystiden in der Lamellenmitte aber nur normal flaschenförmig mit einem einfachen Halsteil sind. Da glaubt man nicht, dass das Zystiden der selben Art sind, wenn man die gegenüberstellt, obwohl sie von der selben Lamelle stammen und es alle Übergänge gibt. Bei pseudocorticola hab ich das noch nicht systematisch angeschaut.

Amyloidität der Sporen bei Mycena ist oft so ne Sache, vielfach sieht man die erst in Masse richtig, sprich am Abwurf ist es klar ersichtlich, bei einzelnen Sporen im Präparat könnte man meinen sie wären inamyloid. Kein Vergleich zu z.B. den Sporen der Russulales.

Es sieht bei anderen Kollektionen mikroskopisch auch so aus wie hier, man kann es wenn mans weiß hier etwas erahnen, dass die amyloid sind:

Mycena pseudocorticola

Insofern für mich ne klare pseudocorticola.

Viele Grüße

Matthias

Hi Rainer,

die Krause ist nicht von Anfang an zu sehen, die kommt erst im Lauf der Alterung. Hat man nur junge Exemplare, die wie hier aber durchaus schon reif sein können, dann fehlt die noch. Die Exoperidie bricht dann später erst auf. Es kann auch mal einzelne Exemplare in alt geben, die nie eine richtig deutliche Krause ausbilden, aber in den allermeisten Fällen kommt die schon deutlich zum Vorschein, ich hatte noch kein älteres Exemplar, das gar keine gehabt hätte.

Viele Grüße

Matthias

Ach ja, da sich noch keiner dazu gemeldet hat:

Nr. 5 ist Arrhenia retiruga

Nr. 4 könnte grad noch als leucogala durchgehen, aber das würde ich erst unterschreiben, wenn der weiß gemilcht hat und/oder zumindest nicht nitrös riecht, weil dann wärs eher leptocephala, was ich eher glaube

Nr. 3 ist makroskopisch nicht sicher zu knacken, aber vexans ist möglich

Nr. 2 könnte Inocybe obscuroides oder was Nahestehendes sein, das wäre dann mal eine Art, die ich kenne

Viele Grüße

Matthias

Hi zusammen,

habe den Fund erhalten und es ist wie erwartet eine Inocybe. Mit den Daten komme ich spontan erst mal auf nichts, aber das geht mir in der Gattung, in der mir jeder Überblick fehlt, oftmals so. Hier meine Daten:

Sporen:

(8.2) 8.3 - 9.4 (9.8) × (4.0) 4.6 - 5.1 (5.3) µm

Q = (1.6) 1.7 - 2.0 (2.3) ; N = 50

Me = 8.9 × 4.8 µm ; Qe = 1.9

Hymenialzystiden ca. 53 - 70 × 11 - 14 µm, Wandstärke (2.2) 2.5 - 2.9 (3.4) µm, in KOH leicht gelb:

Kaulozystiden etwa im oberen Drittel vorhanden, sehen so aus:

Ich versuche mal bei Zeiten nochmal etwas zu recherchieren.

Viele Grüße

Matthias

Hi,

in Lehesten wäre ich dann auch dabei, knappe 1,5 Stunden von hier sind gut machbar. Ich merke mir den Zeitraum mal vor, Stand jetzt bin ich noch frei zu der Zeit.

Viele Grüße

Matthias

Hallo Rainer, hallo zusammen,

ich hab den Erdstern erhalten und komme dabei auf folgende Sporenmaße:

(3.6) 3.7 - 4.1 (4.3) × (3.4) 3.6 - 3.9 (4.1) µm

Q = 1.0 - 1.1 ; N = 30

Me = 3.9 × 3.7 µm ; Qe = 1.0

G. lageniforme sollte ja sehr kleine Sporen haben von 2,5-3,5 µm laut "Keys to the fungi of temperate Europe" und hier liegt der Mittelwert bei 3,9, was genau passt für die viel häufigere Art G. triplex = michelianum mit Sporen von 3,5-4,5 µm laut diesem Schlüssel. Zudem passen die Mikromerkmale perfekt mit denen eigener sicherer Kollektionen vom Halskrausen-Erdstern überein. Insofern kann das hier wohl leider nicht lageniforme sein, sondern noch ein junger michelianum mit noch nicht ausgebildeter Halskrause.

Viele Grüße

Matthias

Hallo zusammen,

auch hier hab ich Exsikkate erhalten.

Nr. 2 bestätigt sich mikroskopisch als Entoloma rusticoides.

Merkmale wie folgt: Basidien ohne Schnallen, keine Cheilozystiden, HDS-Pigment deutlich inkrustierend, Sporen isodiametrisch, Maße:

(8.0) 8.2 - 9.8 (10.9) × (7.2) 7.6 - 8.9 (9.3) µm

Q = (1.0) 1.04 - 1.2 (1.3) ; N = 23

Me = 9.1 × 8.0 µm ; Qe = 1.1

Basidiolen ohne Schnallen und HDS:

Die Nr 3 hab ich auch erhalten, mikroskopisch natürlich keine Einwände gegen E. vindobonense. Hab ich jetzt nicht ausführlicher dokumentiert, da hab ich schon genug aus dem letzten Jahr.

Den Cortinarius Nr. 4 hab ich zwar nicht erhalten, aber weil ich den grad seh, den würd ich so spontan ins Umfeld von C. castaneus stellen. Da ist auch noch längst nicht alles geklärt in dem Bereich.

Viele Grüße

Matthias

Hallo Botschafter,

was du zuletzt zeigst, halte ich für Gallerttränen, Dacrymyces.

Bei mir ist die Moosbecherchen-Lage durchwachsen:

- O. musci-muralis hatte ich hier noch nie, nur in anderen Regionen gesehen

- An Phascum fand ich im Harz Mengen von Lamprospora miniata s.l., hier gibt es sie nicht, obwohl das Wirtsmoos sehr häufig ist

- Ein Standort auf Lehm, den ich hier regelmäßig beobachte, lieferte innerhalb von 8 Jahren Beobachtungszeitraum nur genau zwei Funde von Moosbecherchen, Octospora cf. humosa und Lamprospora seaveri, beides zudem Einzelexemplare

- In einem Garten mit ca. 15 Meter Beton-Kies-Mauern mit viel Moos dran hatte ich in einem ähnlichen Zeitraum auch nicht viele Funde, aber die waren teils schon besonders, einmal die häufige O. axillaris, aber die anderen beiden waren O. wrightii und O. pseudoampezzana. Beide erschienen aber nicht mehrfach. Aktuell ist nichts zu sehen.

- Relativ häufig sind hier an Pioniermoosen an Wegrändern und Fahrspuren O. lilacina und O. phagospora, letztere etwas seltener, aber da muss man sehr genau hinsehen, die sind nur einen Bruchteil so groß wie musci-muralis.

- Ziemlich häufig ist an Orthotrichum-Moospolstern hier O. affinis, hab ich auch im Garten, besonders gern an Holunder. In Sachsen dagegen schaute Nobi zu seinen Lebzeiten regelmäßig nach O. affinis, fand sie aber nie.

- O. orthotricha hatte ich mehrere Jahre lang im Garten an Orthotrichum diaphanum an Holunderrinde. Seit einigen Jahren ist die Art verschollen, obwohl die Standorte noch genauso existieren

- In einer Lehmgrube und einer nahegelegenen Brandstelle gibt es hier Massen an O. gyalectoides und O. axillaris

Viele Grüße

Matthias

Hallo Karl,

danke für die ergänzenden Infos, die Literatur hab ich nicht alle zur Verfügung. Ich war auf dem Stand, dass die Basidien keine große Rolle spielen sollen und auch Kollektionen vorkommen sollen, die 2- und 4-sporige gemischt haben (laut FN). Selbst hab ich tatsächlich nur ein einziges Mal bisher eine H. conica s.l. mikroskopiert, weil ich die einfach als agg abgelegt habe.

Ich würde das weiterhin nach aktuellem Stand für vertretbar halten, da conicoides dranzuschreiben, vielleicht auch mit cf bzw. der Anmerkung, dass die 2-sporig ist und eben nicht typisch, weil die Sporen eben viel zu breit sind.

Ich werd auf jeden Fall, wenn es zeitlich irgendwie geht, conica s.l. mal genauer anschauen und vielleicht auch mal ein paar Funde sequenzieren lassen, dann ergäbe sich vielleicht ein erster Hinweis, was da wie zusammengehört, weil aktuell ist so keine abschließende Klärung möglich. In jedem Fall ist das hier kein Standard der überall rumsteht.

Edit: Nach Absprache mit Rainer werd ich die Art bei nächster Gelegenheit sequenzieren lassen, da das bald sein wird, haben wir hoffentlich im Frühjahr dann ein Ergebnis.

Viele Grüße

Matthias

Hallo zusammen,

ich hab das Exsikkat der Hygrocybe cf conicoides erhalten und komme auf folgende Daten:

Basidien nahezu konstant 2-sporig (ich fand genau eine mit 3 Sporen, keine mit 4):

Und die Sporen sind ganz schön groß, wie es sich für conicoides gehört, nur hätte ich die nicht so dick erwartet:

(9.8) 10.2 - 12.8 (13.4) × (5.5) 5.9 - 7.6 (8.3) µm

Q = 1.5 - 1.9 (2.0) ; N = 21

Me = 11.4 × 6.6 µm ; Qe = 1.7

Aber für eine normale conica sind die zu groß und acutoconica wäre makroskopisch anders und sollte nicht so schwärzen.

Diese Kollektion hier passt auch gut von den Sporen her:

MICOLOGIA, di Salvatore Saitta - Hygrocybe conicoides

Damit würde ich den Fund Stand jetzt für conicoides halten, mal abgesehen davon, dass H. conica s.l. 11 Arten sind (von denen aber nicht alle bei uns vorkommen dürften):

https://fungi.myspecies.info/sites/fungi.myspecies.info/files/Project%20report%20to%20DEFRA%204.pdf

Soweit ich weiß, gibt es noch keine systematische Untersuchung, wie man die genetischen Arten auch morphologisch abgrenzen könnte oder eben nicht.

Viele Grüße

Matthias

Hallo Felli,

bei 1 denke ich selbst anhand nur der Sporen, dass das passen sollte. Von dieser Art, die künftig in der Gattung Podosordaria stehen wird, hab zwei Kollektionen ausführlich untersucht, eine hatte auch keine erkennbare Gelhülle mehr. Wenn man den Köttel querschneidet und dabei so einen Fruchtkörper halbiert, lassen sich vielleicht aus dem Fruchtkörper noch ein paar Reste von Asci und besonders den Apikalapparaten finden, die die Bestimmung absichern könnten, aber hier denk ich auch so, dass das gut passt.

Bei 2 kann ich Deine Bestimmung auch nachvollziehen, die kenn ich nicht selbst, aber klar wären weitere Details schon gut und auch nötig zum Absichern. Aber wenn die nicht da sind, dann ist das so.

Mit dem Saccobolus muss ich mich nochmal beschäftigen, vielleicht kann ich mich morgen nochmal dazu melden. Die Schwierigkeit ist natürlich die Unsicherheit bei den Paraphysen. S. minimus kenn ich mit feinerem Ornament. Die "var tuberculatus" von Björn stammte aus Nordamerika, ob der bei uns vorkommt ist auch noch nicht bekannt.
Torsten hat mir mal sowas zur Dokumentation geschickt, einen Namen haben wir dafür bis heute nicht, vermutlich unbeschrieben, wie so einige Arten der Gattung. Die Ornamente waren etwas schwächer, aber das man vom Alter bedingt sein. Teils erkennt man auch etwas gröber ornamentierte Abschnitte. Auch passend der leicht gelbliche Farbton im Auflicht, aber keine gelben Inhalte in den Paraphysen.

Viele Grüße

Matthias

Hi zusammen,

ich glaube der Fund ist geklärt: Inocybe sindonia.

Danke an AlexanderK für den Hinweis auf die Art. Die hatte ich die zunächst ausgeschlossen, aber jetzt nach dem expliziten Hinweis fand ich noch einen Artikel von Ditte aus dem Jahr 2022:

https://www.researchgate.net/publication/359730718_More_smooth-spored_species_of_Inocybe_Agaricales_Basidiomycota_type_studies_and_12_new_species_from_Europe

Da ist die Art ausführlich beschrieben und die Messwerte der Sporen sowie der Zystiden passen sehr gut. Irritierend dann nur der Geruch, der da ja mehlartig, gurkenartig, etc. bei sindonia sein soll, was auch einer der Gründe war, warum ich die zunächst ausgeschlossen hab. Allerdings wäre das nicht das erste Mal, dass mich meine Nase da täuscht.

Auch dachte ich zunächst, dass sindonia nur bis zur Mitte bereifte Stiele hätte, aber auch das klärt sich in o.g. Arbeit: "Caulocystidia only in the upper part or on entire length of the stipe".

An ähnlichen Arten fand ich dann nur noch I. ovilla, aber die ist beschrieben als eher kleine Art bis 2 cm Hutdurchmesser, dann mit teils etwas kopfigen Zystiden, sonche fand ich keine, und soll eher in feuchten Habitaten vorkommen, hier auch nicht der Fall, das ist ein Westhang, der oft gut austrocknet im Sommer. Das macht m.E. eine Bestimmung als ovilla unmöglich und es sollte die häufige I. sindonia sein.

Damit sollte das recht klar sein, denke ich.

Viele Grüße

Matthias

Hi zusammen,

an dieser Inocybe vom letzten Jahr verzweifle ich langsam. Eigentlich hat die ja durchaus brauchbare Merkmale finde ich, aber ich finde einfach keine Art, die dafür passen könnte.

Vielleicht kann mir hier jemand weiterhelfen - Ditte vielleicht?

Die Daten dazu:

Bei Pinus cembra (weiter weg noch Rosa sp) zusammen mit hier seit Jahren auftretenden Tricholoma terreum. Boden dürfte lehmig sein.

Geruch deutlich spermatisch

Keine Knolle, Fleisch weiß, manchmal zur Basis und im oberen Stielteil etwas bräunlich, siehe Fotos, aber verfärbte sich nicht erkennbar weiter.

Hut 2-3,7 cm

Gesamthöhe 2,9-4,9 cm

Stiel (2)4-5 mm breit

Sporen:

(7.6) 8.2 - 9.6 (10.5) × (4.6) 4.7 - 5.2 (5.4) µm

Q = (1.6) 1.7 - 1.9 (2.1) ; N = 42

Me = 8.8 × 4.9 µm ; Qe = 1.8

Hymenialzystiden:

(48.5) 53.8 - 74.9 (79.2) × (10.5) 10.7 - 13.8 (15.1) µm

Q = (4.5) 4.52 - 5.6 (6.5) ; N = 12

Me = 62.6 × 12.4 µm ; Qe = 5.1

Wandstärke: 2,2-3,5 µm, in KOH 3% gelblich

Kaulozystiden sehr lang, den gesamten Stiel bis unten überziehend. Beim größten Exemplar auf den Makrofotos auch zu erkennen.

(63.8) 69.8 - 75.1 (79.6) × (10.7) 11.7 - 15.8 (16.9) µm

Q = (3.8) 4.6 - 6.0 (6.9) ; N = 9

Me = 72.6 × 13.4 µm ; Qe = 5.5

Eine einzelne Zystide, die aber etwas geknickt war, und daher nicht exakt messbar, erreichte auch über 90 µm Länge

Diese Kollektion aus einem Fichtenwald dürfte zur gleichen Art gehören, die hatte die exakt gleichen Mikromerkmale.

Viele Grüße

Matthias

Hallo zusammen,

ich versuchs mal das alles zu interpretieren:

Also Hysterium angustatum ist ja erst mal klar, die flacheren Fruchtkörper auf Bild 6 würde ich für Exemplare in anderem Alterszustand, also noch jünger oder auch schon verwittert halten, hab ich jedenfalls auch schon mal gesehen und kam auf nichts anderes, da mikroskopisch identisch. Das Graue drumrum mit den Pykinidien halte ich für eine Flechte, mit der Hysterium mal zusammen wächst, mal nicht. Zu der kann ich aber nicht weiter sagen.

Bei 7-9 kann man nicht wirklich was erkennen, außer dass es Pykindien sind, offenbar ohne Konidien darin (überständig?), jedenfalls erkenne ich da nichts weiter. 10-11 gehört dann wieder zum Hysterium und v.a. 10 zeigt unreife Sporen, was dazu passen könnte, wenn man von unreifen Exemplaren ausgeht bei den flacheren.

12 ist auf jeden Fall ein Fremdobjekt und erinnert mich spontan an einen Ascus von Helicogonium sp. Wäre interessant, ob sich sowas vermehrt finden lässt, es gibt bei Helicogonium Arten, die im Hymenium anderer Pilze parasitieren, z.B. bei Orbilia. Ist aber nur ein spontaner Hinweis und muss nichts heißen.

13-14 zeigen Konidien eines Hyphomyceten, vermutlich Ellisembia coronata. Die kommt recht häufig vor und ich hab die im Garten auf schwarzem Holunder, bildet da auch ganze Rasen aus.

15 dann unreife Strukturen vom Hysterium in IKI.

Zitat von KaMaMa

PS:

Ich habe die Erfahrung gemacht, dass die schwarzen, rissigen Borkenbereiche am unteren Stamm älterer Birken praktisch immer flächig von solchen hysterischen Pilzen bewachsen sind und daher die dunkle Borkenfärbung kommt.

Habt ihr eine ähnliche Erfahrung gemacht?

Ob da wirklich die ganze schwarze Färbung daher kommt wäre ich mir nicht sicher, aber Massen Hysterium, v.a. pulicare, finde ich praktisch überall an solchen Birken. Gerade H. pulicare auch in rauen Mengen an nahezu allen Erlen mit grober Rinde, auch noch in >1,5-1,8 m Höhe, und bestimmt noch höher, wenn man schauen könnte. Aber meist nicht so dicht, dass man das von weitem als dunkle Färbung sehen könnte. H. angustatum ist bei mir die weitaus seltenere Art, wenngleich auch nicht wirklich selten.

Viele Grüße

Matthias

Hi zusammen,

natürlich kann die Farbe auf Fotos auch stark täuschen und sie auch in der Natur je nach Kollektion, Alter, Lichteinfall, etc. variieren, aber der von Norbert S gezeigte Pilz wäre farblich eine perfekte Mycena meliigena, sofern die Farben denn halbwegs richtig dargestellt werden. Der von NorbertA aus dem Startbeitrag ist m.E. schon makroskopisch zweifelsfrei pseudocorticola.

Für gezieltes Suchen am besten stehende, meistens auch bemooste Stämme absuchen, die eine raue Rinde haben, in deren Rändern und Spalten wachsen Rindenhelmlinge sehr gerne. Auch an liegenden Stämmen mit entsprechenden Gegebenheiten hatte ich schon welche, aber seltener und die Umgebung sollte nicht staunass sein, die mögens eher etwas luftiger. Funde von mir lagen etwa von ca. 10 cm bis > 2 m über dem Boden.

Ich wurde bisher an diversen Laubbäumen fündig, Linde, Eiche, Weide, da sind die nicht so wählerisch. Beide Arten, also pseudocorticola und meliigena sind nicht sehr selten, aber auch nicht häufig, es kann schon etwas dauern, bis mal welche auftauchen und natürlich sind die nicht die Größten. Verwechslungsgefahr bestünde dann an solchen Standorten noch mit einigen weißen Helmlingsarten (Mycena corynephora und tenerrima) und weiteren Arten der Gattung Phloeomana (hiemalis, alba, minutula, speirea), die aber nie solche blaugrauen oder violetten Farben haben. Atypische oder verblasste Exemplare kann man im Zweifel mikroskopisch immer noch gut bestimmen.

Hier mal ne typische meliigena:

Und eine pseudocorticola:

Und noch ein Foto eines typischen Standorts, leider ohne weitere Umgebung, aber das ist eine Stammgabelung in ca. 1,7 m Höhe, die wuchsen da den ganzen Stamm entlang, sowohl meliigena als auch pseudocorticola. Dennoch nicht leicht zu sehen, zumal wenn man üblicherweise am Boden schaut.

Hoffe das hilft etwas. Im Herbst hatte ich immer die meisten Funde, die Bilder sind alle vom Oktober verschiedener Jahre.

Viele Grüße

Matthias

Hi zusammen,

habe nach einem Wiederfund ein Exsikkat des Funds erhalten.

Hier zunächst die Ergebnisse:

Sporen:

(7.8) 7.9 - 9.3 (10.4) × (4.8) 5.3 - 5.8 (6.3) µm

Q = (1.4) 1.44 - 1.6 (1.7) ; N = 24

Me = 8.6 × 5.6 µm ; Qe = 1.5

Cheilozystiden:

HDS - Hutdeckschicht, deutlich inkrustierte Hyphen:

Kurz gesagt, für mich ist das Crepidotus calolepis. C. crocophyllus ist mikroskopisch endgültig raus (hätte runde, warzige Sporen), ebenso wie alle anderen Gattungen mit gtanz anderen Mikromerkmalen.

Dennoch ist der Fund ziemlich interessant und zeigt, dass selbst bei so großen (bei mir ist alles > 1mm "groß" ) und relativ bekannten Arten noch Forschungsbedarf besteht. Denn für C. calolepis wie bei Consiglio & Setti beschrieben sind die Sporen zu groß. Stattdessen würden sie danach von der Größe her zu C. mollis oder zur als mediterran angegebenen Varietät C. calolepis var squamulosus passen. Nach Gonou-Zagou & Delivorias wiederum müsste man - nur nach den Sporen urteilend - C. mollis draus machen, weil sie als entscheidendes Trennmerkmal v.a. die Sporenbreite anführen und die wäre bei dem Fund für deren Verständnis von calolepis zu schmal, die var squamulosus können die Autoren nicht interpretieren. Oftmals (z.B. bei pilze-deutschland.de) wird C. calolepis dann gar nur als Varietät zu C. mollis geführt, auch diese Auffassung gibt es, weil immer mal Übergänge vorkommen.

Mein Fazit dazu: Schlussendlich wird es systematische genetisch basierte Studien brauchen, um endgültig zu klären, welche Arten hier im Spiel sind und wie sie sich anhand ihrer Merkmale unterscheiden lassen, da ist das letzte Wort noch nicht gesprochen.

Von eigenen Funden (Nordostbayern) kann ich soweit sagen, dass meine C. mollis hier nie auch nur annähernd so deutliche Schuppen hatten wie hier auf dem Foto zu sehen, wo das Exemplar auf der Hand liegt, entsprechend fanden sich mikroskopisch auch keine so deutlichen Inkrustationen in der HDS. Insofern kann ich den Fund schon makroskopisch nicht guten Gewissens als das bestimmen, was ich als C. mollis kenne. Bei calolepis gibt es dann verschiedene Interpretationen der offensichtlich sehr großen Variabilität bei den Sporengrößen, daher sehe ich keinen Grund hier nicht als C. calolepis zu bestimmen. Ob da mal noch mehrere Arten draus beschrieben werden, oder die "var squamulosus" am Ende wieder mit calolepis vereint wird, bleibt abzuwarten.

Das Exsikkat des Funds heb ich auf unter der Nummer #11476, falls jemand mal Interesse daran zur Nachuntersuchung oder Sequenzierung hat.

Literatur:

Consiglio & Setti 2008: https://www.myko-service.de/p/…nere-crepidotus-in-europa

Gonou-Zagou & Delivorias 2005: https://www.researchgate.net/p…ce_1_The_genus_Crepidotus

Viele Grüße

Matthias

Hallo Helmut, hallo Ditte,

danke Euch - dann lag ich offenbar nicht so falsch mit der Einschätzung. Die Sequenzierung ist geplant und bereits organisiert, wird allerdings noch etwas dauern, bis ich Ergebnisse habe, Frühjahr nächsten Jahres voraussichtlich.

Ich bin selber gespannt, was das nun ist, aber eine der beiden wird da dann wohl rauskommen.

Viele Grüße

Matthias

Ebenso servus Matthias,

danke Dir. Gut, der Fund sieht jetzt ganz anders aus als meiner, da fällt es schwer zu glauben, dass das die gleiche Art sein soll. Da passt das, was man im Kibby erkennen kann besser. Nach Beschreibung tu ich mich schwer, mir fehlt mit der Art jede Erfahrung. Na es hilft nix, der muss wohl zur Sequenzierung, wird im nächsten Jahr passieren und noch etwas dauern.

Wie machst Du das eigentlich mit Deinen Funden, schickst Du die alle zu Alvalab? Oft lese ich bei Deinen Portraits "Von der JEC-DNA-Arbeitsgruppe durch Sequenzanalyse bestimmt", muss man da Mitglied sein, um was untersuchen lassen zu können oder wie läuft das?

Viele Grüße

Matthias